CELE: Podejścia optogenetyczne, wykorzystujące białka wrażliwe na światło, pojawiły się jako unikalne paradygmaty eksperymentalne do modulowania pobudliwości neuronów. Naszym celem było ocenić, czy podobną strategię można zastosować do kontrolowania pobudliwości tkanki serca pobudliwości tkanek serca. METODY I WYNIKI: Opracowano połączoną strategię terapii komórkowej i genowej, w której w której fibroblasty poddano transfekcji w celu ekspresji aktywowanego światłem kanału depolaryzującego kanał Channelrhodopsin-2 (ChR2). Badania z użyciem lampy patch-clamp potwierdziły rozwój silnego prądu do wewnątrz w zmodyfikowanych fibroblastach po monochromatycznym ekspozycji na niebieskie światło. Zaprojektowane komórki były współhodowane z kardiomiocytami noworodków szczura kardiomiocytami szczurów noworodków (lub kardiomiocytami pochodzącymi z ludzkich embrionalnych komórek macierzystych) i badane przy użyciu techniki mapowania macierzy wieloelektrodowej. Badania te ujawniły zdolność fibroblastów ChR2 do elektrycznego sprzęgania i przyspieszania kardiomiocytów z różną częstotliwością w odpowiedzi na błyski niebieskiego światła. Mapowanie aktywacji wskazało źródło tej aktywności elektrycznej dla zmodyfikowanych komórek. zmodyfikowanych komórek. Podobnie, rozproszone wysiewanie fibroblastów ChR2 pozwoliło na wielomiejscową stymulację optogenetyczną ko-kultur, znacznie skracając ich czas aktywacji elektrycznej i synchronizując skurcz. czas aktywacji elektrycznej i synchronizację skurczu. Następnie optogenetyka w modelu in vitro bloku przewodzenia pozwoliła na resynchronizację aktywności elektrycznej tkanki. aktywności elektrycznej tkanki. Wreszcie, fibroblasty ChR2 zostały transfekowane aby wyrazić również wrażliwą na światło hiperpolaryzującą pompę protonową Archaerhodopsin-T (Arch-T). Posiew fibroblastów ChR2/ArchT pozwolił na optogentyczne przyspieszenie hodowli (w odpowiedzi na błyski niebieskiego światła) lub całkowicie stłumić aktywność elektryczną kultur (po ciągłym oświetlenie światłem monochromatycznym 624 nm, aktywujące ArchT). WNIOSKI: Wyniki tego badania potwierdzającego słuszność koncepcji podkreślają wyjątkowy potencjał potencjał optogenetyki dla przyszłych zastosowań biologicznej stymulacji i terapii resynchronizującej i resynchronizacji oraz dla rozwoju nowych strategii antyarytmicznych. strategii antyarytmicznych. --- Channelrhodopsins-2 (ChR2) to klasa białek wrażliwych na światło, które oferują możliwość wykorzystania stymulacji światłem do regulacji aktywności neuronalnej z milisekundową precyzją. milisekundową precyzją. Aby zaradzić ograniczeniom w skuteczności ChR2 typu dzikiego (ChRwt), aby osiągnąć ten cel, nowe warianty ChR2, które wykazują szybką mono-eksponencjalną charakterystykę zaniku fotoprądu. niedawno opracowane i zweryfikowane. W niniejszym artykule zbadaliśmy, czy model szybkości przejścia z 4 stanami, opracowany głównie w celu naśladowania naśladować dwuwykładniczą kinetykę zaniku fotoprądu ChRwt, w przeciwieństwie do modelu 3-stanowego o niskiej złożoności. złożoności modelu 3-stanowego, jest uzasadniony do naśladowania mono-wykładniczej kinetykę rozpadu fotoprądu nowo opracowanych szybkich wariantów ChR2: ChETA (Gunaydin et al., Nature Neurosci. 13:387-392, 2010) i ChRET/TC (Berndt et al., Proc. Natl. Acad. Sci. 108:7595-7600, 2011). Zaczynamy od oszacowania parametrów modeli 3-stanowych i 4-stanowych na podstawie danych eksperymentalnych dotyczących kinetyki fotoprądu kinetyki fotoprądu ChRwt, ChETA i ChRET/TC. Następnie włączamy te modele do szybko przeskakującego modelu interneuronu (Wang i Buzsaki, J. Neurosci. 16:6402-6413, 1996) i modelu komórek piramidowych hipokampa (Golomb et al., J. Neurophysiol. 96: 1912-1926, 2006) i zbadać zakres, w jakim eksperymentalnie obserwowana odpowiedź neuronalna na różne protokoły optostymulacji może być uchwycone przez te modele. Wykazaliśmy, że dla wszystkich wariantów ChR2 badanych, implementacja modelu 4-stanowego jest w stanie lepiej uchwycić odpowiedź neuronową odpowiedź zgodną z eksperymentami w szerokim zakresie protokołów optostymulacji protokołu. Kończymy analitycznym badaniem warunków, w których charakterystyka specyficzna dla modelu 3-stanowego, a mianowicie monoeksponencjalny monoeksponencjalny zanik fotoprądu nowo opracowanych wariantów ChR2, może wystąpić w w ramach modelu 4-stanowego. --- Pojawienie się optogenetyki wyznacza nowy kierunek w dziedzinie neuronauki i biotechnologii. neuronauki i biotechnologii, służąc zarówno jako wyrafinowane narzędzie badawcze, jak i jako potencjalne lekarstwo na wiele schorzeń poprzez manipulacje genetyczne. Chociaż wciąż w powijakach, ostatnie postępy w optogenetyce umożliwiły zdalne manipulowanie funkcjami komórkowymi in vivo za pomocą światła. Okrzyknięta przez Nature "Metodą roku" w 2010 r., optogenetyczny zestaw narzędzi ma potencjał do kontrolowania komórek, tkanek, a nawet zwierząt. kontrolować zachowanie komórek, tkanek, a nawet zwierząt. Ten optogenetyczny zestaw narzędzi składa się z wrażliwych na światło białek, które są w stanie modulować potencjał błony potencjał w odpowiedzi na światło. Channelrhodopsins (ChR) to bramkowane światłem mikrobiologiczne kanały jonowe, które zostały po raz pierwszy opisane w zielonych algach. ChR2 (podzbiór podzbiór ChR) to siedmioprzekaźnikowe białko α helisy, które wywołuje depolaryzację błony depolaryzację błony i pośredniczy w potencjale czynnościowym po fotostymulacji niebieskim światłem (470 nm). W przeciwieństwie do innych białek siedmiobłonowych, które wymagają drugich przekaźników do otwarcia kanałów jonowych, ChR2 same tworzą kanały jonowe, umożliwiając ultraszybką depolaryzację (w ciągu 50 milisekund od naświetlenia). To wykazano, że integracja ChR2 z różnymi tkankami myszy może aktywować obwody nerwowe, kontrolować skurcze mięśnia sercowego, a nawet przywracać oddychanie po urazie rdzenia kręgowego. Co bardziej przekonujące, mnóstwo dowodów wskazuje, że sztuczna ekspresja ChR2 w komórkach zwojowych siatkówki może przywrócić percepcję wzrokową u myszy ze zwyrodnieniem siatkówki. --- Metody optogenetyczne stały się potężnym narzędziem do wyjaśniania aktywności obwodów neuronowych aktywność obwodu leżącego u podstaw różnorodnego zestawu zachowań w szerokim zakresie gatunków. Narzędzia optogenetyczne pochodzenia mikrobiologicznego składają się z wrażliwych na światło białek błonowych. białka błonowe, które są w stanie aktywować (np. channelrhodopsin-2, ChR2) lub wyciszyć (np. halorhodopsin, NpHR) aktywność neuronalną genetycznie zdefiniowanych komórek w behawioralnie istotnych skalach czasowych. Najpierw zademonstrowaliśmy proste podejście do dostarczania transgenów ChR2 i NpHR za pośrednictwem wirusa adenowirusowego do grzbietowego podwzgórza i prelimbicznego regionu kory przedczołowej u szczura. Ponieważ ChR2 i NpHR są genetycznie ukierunkowane, opisujemy użycie tej technologii do kontrolowania aktywności elektrycznej określonych populacji neuronów (tj. neuronów piramidalnych) osadzonych w heterogenicznej tkance z wysoką precyzją czasową. czasową precyzją. Opisujemy tutaj sprzęt, niestandardowe oprogramowanie użytkownika interfejs i procedury, które pozwalają na jednoczesne dostarczanie światła i rejestrację elektryczną z transdukowanych neuronów piramidowych w znieczulonym preparacie in preparacie in vivo. Te reagujące na światło narzędzia zapewniają możliwość identyfikacji przyczynowego wkładu różnych typów komórek w informacje przetwarzanie i zachowanie. --- Channelrhodospin-2 (ChR2), wrażliwy na światło kanał jonowy i jego warianty pojawiły się jako nowe pobudzające narzędzia optogenetyczne nie tylko w neuronauce, ale także w innych dziedzinach, w tym w elektrofizjologii serca. Dokładny ilościowy model ChR2 jest niezbędny do przewidywania in silico odpowiedzi na stymulację optyczną w realistycznych tkankach/organach. stymulację optyczną w realistycznych ustawieniach tkanek/organów. Taki model może pomóc w racjonalnym projektowaniem nowych funkcji kanałów jonowych dostosowanych do różnych typów komórek/tkanek. typów komórek/tkanek. Koncentrując się na jednym z najczęściej używanych mutantów ChR2 (H134R) z zwiększonym prądem, zebraliśmy kompleksowy zestaw danych eksperymentalnych dotyczących odpowiedzi tego kanału jonowego na różne napromieniowania i napięcia oraz wykorzystaliśmy te dane do opracowania modelu ChR2. te dane do opracowania modelu ChR2 z empirycznie uzyskanymi zależnościami napięcia i zależnością od napromienienia, gdzie parametry zostały dostrojone poprzez symulowane wyżarzanie optymalizację. Ten model ChR2 oferuje: 1) dokładne prostowanie do wewnątrz w w odpowiedzi prądowo-napięciowej w różnych natężeniach promieniowania; 2) empirycznie wyprowadzoną kinetykę zależną od napięcia i kinetykę zależną od napięcia i światła (aktywacja, dezaktywacja i odzyskiwanie z dezaktywacji); oraz 3) dokładną amplitudę i morfologię odpowiedzi w zakresie napięcia i natężenia światła. Uzyskano współczynniki skalowania temperatury (Q10) a kinetyka modelu została dostosowana do temperatur fizjologicznych. Używając optycznego zacisk potencjału czynnościowego, eksperymentalnie zweryfikowaliśmy przewidywane przez model zachowanie ChR2 w miocytach komorowych świnki morskiej. Model został następnie włączony do różnych miocytów serca, w tym ludzkich miocytów komorowych, przedsionkowych i komórek Purkinjego. i Purkinjego. Wykazaliśmy zdolność ChR2 do wyzwalania potencjałów czynnościowych w ludzkich kardiomiocytach przy stosunkowo niskim poziomie światła, a także zróżnicowaną odpowiedź tych komórek na światło. odpowiedź tych komórek na światło, przy czym komórki Purkinjego są najłatwiej pobudliwe i komórki komorowe wymagające najwyższego natężenia promieniowania we wszystkich czasie trwania impulsu. Ten nowy, zweryfikowany eksperymentalnie model ChR2 ułatwi wirtualne eksperymenty w optogenetyce neuronalnej i kardiologicznej na poziomie komórek i narządów i zapewni wytyczne dla rozwoju narzędzi in vivo. --- Insulina jest wydzielana z komórek β trzustki w odpowiedzi na podwyższony poziom glukozy. W nienaruszonych wysepkach zdolność do uwalniania insuliny jest określana przez złożoną interakcji między różnymi typami komórek. To sprawiło, że trudno było ocenić rolę defektów komórek β w wydzielaniu insuliny w cukrzycy typu 2. insuliny w cukrzycy typu 2. Tutaj opisujemy nowe podejście, oparte na optogenetyce, które umożliwia specyficzne badanie komórek β w nienaruszonych wysepkach. Wykorzystaliśmy transgeniczne myszy wyrażające wrażliwy na światło kanał kationowy Channelrhodopsin-2 (ChR2) pod kontrolą promotora insuliny. Tolerancję glukozy in vivo oceniano za pomocą dootrzewnowych testów tolerancji glukozy, a indukowane glukozą uwalnianie insuliny mierzono na podstawie statycznych inkubacji wsadowych. Lokalizację ChR2 określono za pomocą fluorescencyjnej mikroskopii konfokalnej. Efekt stymulacji ChR2 niebieskim światłem LED oceniano za pomocą obrazowania Ca(2+) i statycznych inkubacji wysepek. statycznych inkubacji wysepek. Stymulacja światłem wysepek transgenicznych myszy ChR2 wywołała natychmiastowy wzrost wewnątrzkomórkowego Ca(2+). Co więcej, stymulacja światłem zwiększała wydzielanie insuliny w wysepkach inkubowanych wsadowo przy niskich i pośrednich, ale nie nie przy wysokich stężeniach glukozy. Nie miało to wpływu na uwalnianie glukagonu. Komórki beta myszy z cukrzycą na diecie wysokotłuszczowej wykazywały 3,5-krotny wzrost wzrost indukowanego światłem napływu Ca(2+) w porównaniu z myszami na diecie kontrolnej. Co więcej, światło zwiększało uwalnianie insuliny również przy wysokim poziomie glukozy u tych myszy, co sugeruje, że karmienie wysokotłuszczowe prowadzi do kompensacyjnego wzmocnienia odpowiedzi Ca(2+) w komórkach β. Wyniki pokazują przydatność i wszechstronność optogenetyki do badania mechanizmów zaburzonego wydzielania hormonów w cukrzycy w cukrzycy z wysoką rozdzielczością czasową i specyficznością komórkową. --- Precyzyjna przestrzenna i czasowa manipulacja aktywnością neuronalną w określonych genetycznie populacjach komórek genetycznie zdefiniowanych populacjach komórek jest teraz możliwe wraz z pojawieniem się optogenetyki. Wyłaniająca się dziedzina optogenetyki składa się z zestawu naturalnie występujących i zaprojektowanych wrażliwych na światło białek błonowych, które są w stanie w stanie aktywować (np. channelrhodopsin-2, ChR2) lub wyciszyć (np. halorhodopsin, NpHR) aktywność neuronalną. Tutaj demonstrujemy technikę i wykonalność użycie nowych narzędzi wirusowych związanych z adenowirusami (AAV) do aktywacji (AAV-CaMKllα-ChR2-eYFP) lub wyciszenia (AAV-CaMKllα-eNpHR3.0-eYFP) aktywności neuronalnej szczurzych przedczołowych neuronów piramidowych kory przedczołowej (PL) in vivo.  In vivo rejestracja zewnątrzkomórkowa pojedynczej jednostki neuronów piramidowych transdukowanych ChR2 wykazały, że dostarczanie krótkich (10 ms) niebieskich (473 nm) ciągów impulsów świetlnych do 20 Hz za pośrednictwem niestandardowej elektrody rejestrującej sprzężonej ze światłowodem (optrode) indukowanej spiking z wysoką wiernością przy 20 Hz przez czas trwania rejestracji (do dwóch godzin w niektórych przypadkach). Aby wyciszyć spontanicznie aktywne neurony, transdukowaliśmy je konstruktem je konstruktem NpHR i podawaliśmy ciągłe zielone (532 nm) światło, aby całkowicie zahamować aktywność potencjału czynnościowego na okres do 10 sekund ze 100% w większości przypadków. Te wszechstronne narzędzia światłoczułe, w połączeniu z metodami rejestracji metody rejestracji optrodowej, zapewniają eksperymentalną kontrolę nad aktywnością genetycznie zdefiniowanych neuronów i mogą być wykorzystywane do badania funkcjonalnej między aktywnością neuronów a złożonymi zachowaniami poznawczymi. --- Najczęściej stosowane narzędzie optogenetyczne, Channelrhodopsin2 (ChR2), jest zarówno wrażliwe na światło, jak i na napięcie. i wrażliwa na napięcie. Wyzwalany światłem potencjał czynnościowy lub sterowane światłem perturbacje trwającej aktywności elektrycznej zapewniają natychmiastowe napięciowe sprzężenie zwrotne, kształtując prąd ChR2. Dlatego też, w zależności od typu komórki i czasu trwania impulsu światła czas trwania impulsu świetlnego, typowo raportowane ślady prądu ChR2 mierzone za pomocą zacisku napięciowego są często nie są dobrym surogatem prądu ChR2 podczas optycznie wyzwalanych potencjałów czynnościowych. potencjałów czynnościowych. Omawiamy dwie eksperymentalne metody ujawniania prądu ChR2 podczas potencjału czynnościowego: "optyczny zacisk AP" i jego przybliżenie wykorzystującą zmierzoną krzywą prąd-napięcie dla ChR2. Metody te mają zastosowanie do wrażliwych na napięcie i światło prądów jonowych działających w komórkach pobudliwych, np. kardiomiocytach lub neuronach. --- Aby terapie oparte na ludzkich pluripotencjalnych komórkach macierzystych (hPSC) były skuteczne, należy unikać arytmii. kardiomiocytach (CM) pochodzących z ludzkich pluripotencjalnych komórek macierzystych (hPSC). Aby osiągnąć ten cel, wprowadziliśmy aktywowaną światłem channelrhodopsin-2 (ChR2), kanał kationowy aktywowany światłem 480 nm, do ludzkich embrionalnych komórek macierzystych (hESC). ludzkich embrionalnych komórek macierzystych (hESC). Stosując metody in vitro, hESC-CM mogą być aktywowane światłem. światłem. ChR2 jest stabilnie transdukowany do niezróżnicowanych hESC za pomocą wektora lentiwirusowego. wektora lentiwirusowego. Poprzez ukierunkowane różnicowanie, hESC(ChR2)-CM są produkowane i poddawane stymulacji optycznej. hESC(ChR2)-CM reagują na tradycyjną stymulację elektryczną i wytwarzają podobną kurczliwość. stymulację elektryczną i wytwarzają podobne cechy kurczliwości jak ich typu dzikiego, ale tylko hESC(ChR2)-CM mogą być aktywowane przez stymulację optyczną. stymulację optyczną. Tutaj wykazano, że białko wrażliwe na światło może umożliwić in vitro optyczną kontrolę hESC-CM i że ta aktywacja zachodzi optymalnie powyżej określonej intensywności stymulacji światłem i progów szerokości impulsu. Dla przyszłej terapii, stymulacja optyczna in vivo wraz z inhibicją optyczną może pozwolić na na ostrą synchronizację wszczepionych hPSC-CM z rytmem serca pacjenta. --- Aby terapie oparte na kardiomiocytach (CM) pochodzących z ludzkich indukowanych pluripotencjalnych komórek macierzystych (hiPSC) były skuteczne, należy unikać arytmii. kardiomiocyty (CM) były skuteczne, należy unikać arytmii. W kierunku osiągnięcie tego celu, aktywowana światłem kanałodopsyna-2 (ChR2), kanał kationowy aktywowany światłem o długości fali 480 nm oraz halorhodopsyna pierwszej generacji (NpHR1.0), pompa pompa anionowa aktywowana światłem o długości fali 580 nm, zostały wprowadzone do hiPSC. Stosując metody in vitro, hiPSC-CM mogą być aktywowane i hamowane optogenetycznie. hamowane. ChR2 i NpHR1.0 są stabilnie transdukowane do niezróżnicowanych hiPSC za pomocą wektora lentiwirusowego. Poprzez ukierunkowane różnicowanie, zarówno dzikie hiPSC-CM (hiPSC(WT)-CM) i hiPSC(ChR2/NpHR)-CM są wytwarzane i poddawane zarówno stymulacji elektrycznej i optycznej. Zarówno hiPSC(WT)-CM, jak i hiPSC(ChR2/NpHR)-CM reagują na tradycyjną stymulację elektryczną i wytwarzają podobne cechy kurczliwości. ale tylko hiPSC(ChR2/NpHR)-CM mogą być synchronizowane i hamowane przez stymulację optyczną. stymulację optyczną. Tutaj wykazano, że białka wrażliwe na światło mogą umożliwić optyczną kontrolę hiPSC-CM in vitro. W przypadku przyszłej terapii stymulacja optyczna in vivo in vivo może pozwolić na precyzyjną i specyficzną synchronizację wszczepionych hiPSC-CM z rytmem serca pacjenta. --- Optogenetyka jest nowatorską technologią, która łączy optykę i genetykę poprzez optyczne optycznej kontroli mikrobiologicznych opsyn, ukierunkowanych na błony żywych komórek. Wszechstronność i charakterystyka elektrofizjologiczna wrażliwych na światło kanałów jonowych channelrhodopsin-2 (ChR2), halorhodopsin (NpHR) i światłoczułej pompy protonowej archaerhodopsin pompa archaerhodopsin-3 (Arch) sprawiają, że te narzędzia optogenetyczne są silnymi kandydatami w kontrolowanie odpalania neuronów w modelach padaczki i dostarczanie wglądu w fizjologię i patologię organizacji i synchronizacji sieci neuronalnych. synchronizacji. Opsyny umożliwiają selektywną aktywację neuronów pobudzających i hamujących interneuronów lub podklas interneuronów w celu zbadania ich aktywności w różnych stanach mózgu in vivo i przeanalizować ich rolę w generowaniu generowaniu synchronii i drgawek. Wpływ gliotransmisji na gliotransmisję na funkcję sieci padaczkowej jest kolejnym tematem, który może być dalej badany przy użyciu aktywowanych światłem opsyn sprzężonych z białkiem Gq w celu selektywnej aktywacji astrocytów. Stale rosnący zestaw narzędzi optogenetycznych może być można również połączyć z nowymi technikami, które znacznie rozszerzyły nasze możliwości do rejestrowania określonych podtypów neuronów korowych i hipokampalnych u przytomnych zwierząt, takich jak zachowujących się zwierzętach, takich jak nagrywanie zestawakomórkowe i dwufotonowe rejestracja całych komórek, aby zidentyfikować określone podtypy neuronów, które są zmienione w sieciach padaczkowych. Wreszcie, narzędzia optogenetyczne pozwalają na szybkie i odwracalne tłumienie aktywności elektroencefalografii padaczkowej (EEG) po fotoaktywacji. Niniejszy przegląd przedstawia najnowsze postępy osiągnięte dzięki technikom technik optogenetycznych w dziedzinie padaczki, podsumowując prezentacje wygłoszonych na 13. spotkaniu ILAE WONOEP, które odbyło się w Górach Laurentian w Quebecu w czerwcu 2013 roku, Quebec, w czerwcu 2013 roku. --- Technologia optogenetyczna, znana również jako optogenetyka, jest nową multidyscyplinarną dziedzina biotechnologii, która integruje inżynierię genetyczną, elektrofizjologię, oraz inżynierię optyczną i elektroniczną. Ta niedawno opracowana technologia szybko ewoluowała i wzbudziła duże zainteresowanie w badaniach neurobiologicznych. Technologia ta z powodzeniem rozwiązuje poważny problem osiągnięcia zarówno wysokiej czasowej i przestrzennej precyzji w obrębie nienaruszonych tkanek nerwowych zwierząt, których stymulacja elektryczna i metody farmakologiczne. Pozwala ona neuronom neurony na ekspresję wrażliwych na światło genów, które umożliwiają identyfikację, i manipulowanie określonymi populacjami neuronów i ich połączeniami w tkankach i narządach. i ich połączeniami w tkankach i narządach przebudzonych zwierząt z bezprecedensową precyzją przestrzenną i czasową precyzją. Geny wrażliwe na światło, w tym głównie genetycznie ukierunkowane kanały bramkowane światłem channelrhodopsin-2 (ChR2) i halorhodopsin (NpHR) powodują wewnątrzkomórkowy przepływ jonów podczas oświetlenia optycznego. Następnie neurony przechodzą serię zmian wynikających z depolaryzacji lub hiperpolaryzacji błony. depolaryzacji lub hiperpolaryzacji błony. Do tej pory opublikowano wiele artykułów i przeglądów, które opisują tę nową technologię; jednak niewiele z nich dotyczy doniesień dotyczy jej zastosowania w chorobach neuropsychiatrycznych. W niniejszym przeglądzie podsumowujemy najnowsze badania optogenetyczne dotyczące tych chorób, w tym Parkinsona (PD), epilepsji, schizofrenii, lęku, strachu, zachowań nagradzających i zaburzeń snu. zachowania i zaburzenia snu. Proponujemy, aby nowa technologia optogenetyczna stwarza doskonałe możliwości dla innowacyjnych strategii leczenia chorób neuropsychiatrycznych. --- Coraz większa liczba genetycznie zakodowanych narzędzi staje się dostępna, co pozwala na nieinwazyjną manipulację aktywnością neuronalną określonych neuronów u Drosophila melanogaster. Najważniejszymi z nich są narzędzia optogenetyczne, które umożliwiają aktywację lub wyciszenie określonych neuronów w nienaruszonym i swobodnie poruszającym się zwierzęciu przy użyciu jasnego światła. Channelrhodopsin (ChR2) jest aktywowanym światłem kanałem kationowym. który po aktywacji niebieskim światłem powoduje depolaryzację neuronów, które go wyrażają. które go wyrażają. ChR2 był skuteczny w identyfikacji neuronów krytycznych dla specyficznych zachowań, takich jak unikanie CO(2), wysuwanie sond i reakcja startowa w których pośredniczą włókna olbrzymie. Jednakże, ponieważ intensywne źródła światła używane do ChR2 stymulują również fotoreceptory, te techniki optogenetyczne nie były wcześniej nie były wcześniej stosowane w układzie wzrokowym. Tutaj połączyliśmy podejście optogenetyczne podejście z mutacją, która upośledza fototransdukcję, aby wykazać, że aktywacja klastra neuronów wrażliwych na krosno w płacie wzrokowym muchy, neuronów Foma-1, może napędzać zachowanie ucieczki wykorzystywane do uniknięcia kolizji. Użyliśmy allel zerowy krytycznego składnika kaskady fototransdukcji, fosfolipazy C-β, kodowanego przez gen norpA, aby uczynić muchy ślepymi, a także wykorzystać system aktywatora transkrypcji Gal4-UAS do napędzania ekspresji ChR2 w neuronach neuronach Foma-1. Poszczególne muchy są umieszczane na małej platformie otoczonej przez niebieskie diody LED. Gdy diody LED są oświetlone, muchy szybko startują do lotu, w sposób podobny do do lotu, w sposób podobny do wizualnie napędzanego zachowania ucieczki z krosna. Wierzymy, że że technika ta może być łatwo dostosowana do badania innych zachowań u swobodnie poruszających się much. swobodnie poruszających się much. --- Astrocyty reagują na aktywność neuronów. Nie wiadomo jednak, czy aktywność astrocytarna ma jakiekolwiek znaczenie w funkcjonowaniu mózgu jest nieznana. Szlak sygnałowy prowadzący od astrocytów do neuronów byłby wymagany, aby astrocyty uczestniczyły w funkcjach neuronalnych neuronalnych i tutaj zbadaliśmy obecność takiego szlaku. Optogenetyka została wykorzystana do manipulowania aktywnością astrocytów. Wrażliwe na światło białko białko, channelrhodopsin-2 (ChR2), ulegało selektywnej ekspresji w astrocytach. Fotostymulacja tych astrocytów indukowała uwalnianie glutaminianu, który modulował aktywność neuronów i zachowanie zwierząt. aktywność neuronów i zachowanie zwierząt. Takie uwalnianie glutaminianu było wyzwalane przez zakwaszenie wewnątrzkomórkowe wytwarzane przez fotoaktywację ChR2. Astrocytarne zakwaszenie występuje po niedokrwieniu mózgu i odkryliśmy, że inne narzędzie optogenetyczne, archaerhodops narzędzie, archaerhodopsin (ArchT), może przeciwdziałać zakwaszeniu i tłumić astrocytarne uwalnianie glutaminianu. Kontrolowanie astrocytarnego pH może stać się strategią terapeutyczną w przypadku niedokrwienia.
Czy narzędzie optogenetyczne ChR2 jest wrażliwe na światło?
Channelrhodospin-2 (ChR2) to wrażliwy na światło kanał jonowy, który stał się nowym narzędziem optogenetyki.