Multiplication | Auxine | Greffe (botanique)\nEnregistrerEnregistrer Multiplication pour plus tard\n473 vues162 pages\nManuel de formation et bibliographie\nEdité par Hannah Jaenicke et Jan Beniest\nLa mention d’un produit ou d’un nom commercial dans le présent ouvrage ne signifie pas que l’auteur ou le World Agroforestry Centre les endossent, ni qu’ils excluent d’autres produits tout aussi acceptables.\nLe présent ouvrage fait référence aux pesticides. Les pesticides peuvent avoir des effets nocifs sur les êtres humains, les animaux, les plantes, les poissons et d’autres espèces appartenant à la faune et à la flore sauvages, si on en fait un mauvais usage. Les instructions figurant sur les conteneurs de pesticides doivent toujours être scrupuleusement suivies.\nL’auteur et le World Agroforestry Centre n’accepteront aucune responsabilité pour les dommages matériels ou corporels, ou pour les dépenses qui pourraient résulter de l’emploi des substances chimiques mentionnées dans le présent ouvrage.\nISBN 92 9059 1501 Photos de couverture : Jan Beniest Traduction: Eloy Molinero\n© World Agroforestry Centre (ICRAF), 2003 PO Box 30677 Nairobi (Kenya) Tél : +254 2 524000, via les USA +1 650 833 6645 Télécopie: +254 2 524001, via USA +1 650 833 6646 Mél : icraf@cgiar.org Internet : www.cgiar.org/icraf\nImprimé par : KUL GRAPHICS Ltd, Nairobi (Kenya)\nAperçu du stage de formation\nIntroduction à la multiplication végétative des ligneux\nAvantages de la multiplication végétative\nHormones végétales et régulateurs de croissance\nMaturité des tissus\nDomestication des ligneux et multiplication végétative\nSélection et collecte des clones\nPépinières d’essences agroforestières\nGestion des pépinières et production de plants\nComment gérer une pépinière\nEssais en pépinière\nSolution des problèmes névralgiques\nGestion de la pépinière - Travaux pratiques\nLe bouturage : principes et techniques\nLes facteurs qui influent sur l’enracinement\nLes bacs de bouturage\nLes soins à dispenser après la propagation\nLe bouturage - Travaux pratiques\nLe greffage : principes et techniques\nL’intérêt du greffage et de l’écussonnage\nLe greffage - Travaux pratiques\nLe marcottage : principes et techniques\nLe marcottage - Travaux pratiques\nLa micropropagation : principes et techniques\nL’intérêt de la micropropagation\nLes techniques de micropropagation\nEssais de multiplication\nConception et gestion des essais\nLa conception des essais – principes de base\nApplication aux essais de multiplication\nComment gérer les essais pour obtenir de bons résultats\nAnnexe 1 – Annonce de stage de formation\nAnnexe 2 - Formulaire d’inscription\nAnnexe 3 - Programme du stage\nAnnexe 4 – Evaluation\nLe stage de formation intensif sur la multiplication végétative des essences agroforestières dans les terres arides et semi-arides a été organisé et dirigé par le World Agroforestry Centre et le Programme international de promotion des cultures en zones arides (IPALAC).\nL’Organisation des Nations Unies pour l’éducation, la science et la culture (UNESCO) en a assuré le financement. D’autres donateurs, notamment le ministère allemand pour la Coopération économique (BMZ) et l’Agence suédoise pour le développement international (ASDI), par l’intermédiaire de son Réseau africain pour l’éducation en agroforesterie (ANAFE), ont facilité la participation de spécialistes et de stagiaires.\nLes modules de formation mis au point pour ce stage ont été élaborés avec l’assistance du Programme d’appui direct aux établissements d’enseignement, du ministère néerlandais des Affaires étrangères.\nOutre l’expertise des spécialistes et des auteurs des modules de formation, ce stage a bénéficié du concours des personnalités suivantes : M. Arne Schlissel (IPALAC), M. Ze’ev Carmi (Kibwezi Irrigation Project), M. Paul Mackenzie (Rosslyn River Garden Centre), M. Phanuel Obala et M. David Odee (Kenya Forestry Research Institute, KEFRI).\nL’un des plus gros problèmes liés aux techniques agroforestières est la multiplication à grande échelle des arbres et des arbustes utilisés en agroforesterie. Les plantes se régénèrent naturellement par propagation des semences. Toutefois, pour la recherche et pour l’amélioration rapide des espèces non domestiquées, la multiplication végétative offre de multiples avantages. C’est ainsi que dans les populations sauvages un large éventail de propriétés importantes du\nproduit peut s’exprimer (qualité du fruit, raideur du fût, biomasse, etc.). De plus, il est possible de reconnaître, à l’intérieur d’une population, des individus qui donnent des produits ou des services voulus de meilleure qualité. Il serait alors avantageux de multiplier ces individus par voie végétative pour capturer la variation génétique exprimée, qui risquerait autrement de se perdre ou de s’affaiblir dans le cas d’une reproduction sexuée. La multiplication végétative s’est développée au fil des siècles. Dans les régions tempérées, elle a joué un rôle important dans la domestication des arbres fruitiers. Des méthodes particulières ont été mises au point pour chaque espèce. Dans les régions tropicales, la multiplication végétative\na parfois été appliquée avec succès aux arbres fruitiers, offrant des débouchés lucratifs aux\nmarchés d’exportation (agrumes, mangues, avocats, noix de macadamia, etc.). Plusieurs essences tropicales de haute futaie ont aussi été clonées, principalement pour les plantations où l’on veut des arbres de taille uniforme. De nombreuses essences indigènes qui pourraient avoir une grande valeur monétaire ou nutritive ne sont reproduites jusqu’à présent qu’à partir de plantes naturelles. Dans les régions tropicales, les petits exploitants agricoles auraient tout à gagner à intégrer ces essences aux systèmes agroforestiers, vu l’intérêt qu’elles présentent. La multiplication végétative permet de sélectionner un germoplasme de qualité supérieure susceptible d’enrichir l’exploitation agricole. Dans le cadre de son programme «domestication des essences agroforestières», le World Agroforestry Centre mène un projet sur les méthodes de multiplication des essences agroforestières qui vise à mettre au point, en collaboration avec les utilisateurs, de bonnes pratiques de\nmultiplication et de gestion des essences agroforestières, de manière à améliorer l’efficacité, le niveau\net la stabilité de la production arboricole. Ce projet permettra d’établir des directives sur la multiplication\ndes ligneux et la gestion des pépinières, qui pourront être appliquées directement ou qui pourront être adaptées en fonction du contexte. C’est dans le cadre de ce projet que le World Agroforestry Centre a organisé un stage de formation intensif sur la multiplication végétative des essences agroforestières, en collaboration avec le Programme international de promotion des cultures en zones arides, qui mène aussi des activités de recherche-développement dans ce domaine. Ce stage de formation a été organisé, dans un premier temps, à l’intention de participants d’Afrique de l’Est et d’Afrique australe, mais il est fort probable qu’à l’avenir des stages de formation identiques seront organisés dans d’autres zones agroécologiques où le World Agroforestry Centre effectue des recherches agroforestières en collaboration avec les institutions nationales. Le présent Manuel de formation, qui a concouru au succès du premier stage, devrait faciliter la planification, l’organisation et la réalisation de futurs stages du même type.\nLe présent manuel de formation a été mis au point pour appuyer un stage de formation pratique d’une semaine sur la multiplication végétative des ligneux utilisés en agroforesterie. Dans les paragraphes qui suivent, on abordera brièvement certains aspects de cette activité : audience visée, objectifs de la formation, programme, méthodes d’enseignement, personnel spécialisé et supports de formation. Ceci aidera les futurs organisateurs de stages ainsi que les spécialistes à mieux planifier, préparer et mener à bien cette activité de formation. Les supports de formation présentés dans le présent manuel peuvent être adaptés pour répondre aux besoins de chaque stage. Une brochure présentant des informations générales sur le stage de formation, accompagnée d’une lettre d’invitation, peut s’avérer utile pour recruter des stagiaires. Un modèle de brochure figure à l’annexe 1.\nCe stage de formation s’adresse aux techniciens travaillant sur le terrain et aux gérants de pépinières qui s’intéressent activement à la recherche-développement concernant la multiplication des ligneux. Ils doivent posséder un minimum de connaissances, attestées par un diplôme, dans une discipline pertinente de la phytotechnie (foresterie, horticulture, phytobiologie, sciences agronomiques). D’autres critères de sélection peuvent être appliqués pour recruter des stagiaires :\nrecrutement de femmes pour assurer une représentation équitable des deux sexes, connaissance de l’anglais, engagement pris par l’institution qui emploie le stagiaire à ce que celui-ci participe activement aux travaux et applique ultérieurement les connaissances et les compétences qu’il aura acquises dans le cadre du stage. Un modèle de formulaire de demande d’inscription figure à l’annexe 2.\nL’objectif global du stage est d’améliorer les compétences techniques des techniciens sur le terrain et des gérants de pépinières dans le domaine de la multiplication végétative et de leur fournir les connaissances théoriques nécessaires sur le sujet, pour leur permettre d’appliquer ces connaissances nouvellement acquises dans leurs futurs travaux. Le stage a été divisé en plusieurs unités, visant chacune un objectif particulier contribuant à la réalisation de l’objectif global. Les objectifs visés par chaque unité sont indiqués dans un encadré figurant au début du texte.\nLe stage de formation comprend cinq unités, scindées pour la plupart en plusieurs exposés théoriques succincts, démonstrations et travaux pratiques.\nUnité 1 – Introduction\nCette unité rappelle brièvement aux stagiaires le rôle de la multiplication végétative en foresterie et en agriculture, en mettant l’accent sur son importance pour la recherche-développement dans le domaine de la domestication des essences agroforestières. Les techniques de multiplication végétative les plus communes sont énumérées et décrites. Cette description est accompagnée de quelques renseignements généraux sur les principes physiologiques qui sous-tendent ces techniques, en particulier le rôle des phytohormones. Cette unité indique également quelles sont les considérations essentielles qu’il faut prendre en compte lors de la sélection et de la collecte de matériel génétique pour la multiplication.\nUnité 2 – Les pépinières\nLa multiplication végétative exige presque toujours la présence d’une pépinière. Cette unité décrit l’infrastructure générale de la pépinière (substrat, équipement et matériel, irrigation, etc.) et explique les concepts et principes essentiels d’une gestion des pépinières. La lutte phytosanitaire étant un souci majeur pour tout gérant de pépinière, la première partie de cette unité aborde la question de la lutte contre les ravageurs et les maladies dans les pépinières, dans le contexte de la multiplication végétative.\nUnité 3 – Le bouturage\nLa multiplication par enracinement de boutures est probablement la technique la plus communément employée pour multiplier végétativement les ligneux. Cette unité décrit les différentes phases du processus d’enracinement en expliquant son déroulement physiologique. Les conditions environnementales jouent un rôle important dans ce processus ; c’est pourquoi cette unité propose des structures simples utilisables pour améliorer le taux de succès de cette technique de multiplication.\nUnité 4 – Le greffage\nLe greffage et l’écussonnage sont des techniques de multiplication végétative plus complexes. Cette unité souligne l’intérêt de cette technique dans différentes applications en exposant les principes physiologiques qui la sous-tendent et en indiquant les conditions à respecter pour en assurer le succès.\nUnité 5 – Le marcottage\nDans certains cas, les essences agroforestières peuvent être multipliées par des techniques de marcottage. Cette unité décrit les différentes méthodes possibles de marcottage, en expliquant quelques-uns des principes qui sous-tendent ces techniques et en expliquant les conditions à respecter pour en assurer le succès.\nUnité 6 – La micropropagation\nLa micropropagation couvre un large éventail de méthodes et de techniques qui permettent de multiplier par voie végétative de petites parties de matériel végétal dans un milieu extrêmement contrôlé. Bien que cette technique soit rarement employée, les stagiaires devraient se familiariser avec les concepts et principes généraux de cette technique, pour comprendre pourquoi cette méthode peut être envisagée dans le contexte plus vaste de la multiplication végétative et de la domestication des ligneux.\nUnité 7 – Essais de multiplication\nLa multiplication des essences agroforestières s’inscrit en partie dans le contexte des recherches en cours dans ce domaine. C’est pourquoi cette dernière unité aborde, tout d’abord en termes généraux puis en termes particuliers, la question du dispositif expérimental, ses concepts et ses principes, appliqués aux essais de multiplication de ligneux. A titre d’illustration, une étude de cas est présentée. Les sept unités portent sur une semaine. Normalement, ces sept unités devraient se suivre par ordre chronologique, le programme ayant été conçu à cet effet ; toutefois, elles peuvent être agencées autrement pour des raisons de commodité. Un modèle de programme et de calendrier figure à l’annexe 3.\nLe stage de formation revêt un caractère pratique. Par conséquent, l’enseignement est dispensé essentiellement à l’aide d’exercices et de démonstrations. Ces travaux pratiques et\nDifférentes méthodes d’enseignement : formation sur le tas, démonstrations, visites sur le terrain, exposés en classe.\ndémonstrations doivent être bien préparés à l’avance. Des instructions à cet effet sont données dans chaque unité. Dans le courant du stage il faudra revenir sur un certain nombre d’exercices pratiques réalisés antérieurement ; il faudra donc consacrer chaque jour une matinée ou une après- midi entière aux exercices et démonstrations. Le meilleur moment sera choisi en fonction des conditions météorologiques locales. Différentes méthodes d’enseignement : formation sur le tas, démonstrations, visites sur le terrain, exposés en classe. Les exposés théoriques, généralement prévus, ont pour but de passer en revue les concepts et principes fondamentaux et de fournir les renseignements nécessaires pour comprendre les travaux pratiques et les démonstrations. Ces exposés ne devraient pas prendre plus de 40 % du temps disponible et ne devraient expliquer que ce qui est strictement indispensable pour mieux comprendre les applications pratiques des diverses techniques de multiplication. Des visites sur le terrain peuvent être organisées, s’il reste du temps, pour voir les pépinières ou les laboratoires de micro-propagation, afin de mettre en lumière certains aspects de la recherche-développement sur la multiplication végétative, enseignés ou pratiqués durant le stage. Différentes méthodes d’enseignement sont proposées, pour chaque unité, dans l’encadré qui figure en début de texte.\nLe contenu technique et pratique du stage est enseigné par de spécialistes, qui sont généralement des scientifiques ou du personnel d’instituts de formation ou d’enseignement participant activement à des travaux sur la multiplication des ligneux. Des techniciens expérimentés et des gérants de pépinières peuvent aussi y apporter leur concours. Les techniciens et la main- d’œuvre employés sur les pépinières peuvent prêter assistance pour les travaux pratiques et les démonstrations. Le personnel chargé de dispenser la formation aide à élaborer le programme du stage et à préparer les supports de formation. Ils aident aussi à organiser, réaliser, suivre et évaluer le stage. Les stagiaires, qui sont déjà des praticiens dans le domaine qui fait l’objet du stage, sont aussi considérés comme des spécialistes dans tel ou tel domaine abordé dans le cadre du stage.\nLe présent manuel a été élaboré pour les raisons suivantes :\nFournir un support de formation aux diverses activités et exposés prévus dans le cadre du stage. Fournir des matériaux de référence aux stagiaires engagés dans la multiplication des essences agroforestières. Fournir des lignes directrices ou des matériaux de base aux stagiaires ou spécialistes désireux d’organiser, à l’avenir, un stage de formation analogue.\nPour chacune des sept unités qui composent le stage de formation, on a présenté sous la rubrique générale «Axes de formation», un certain nombre de rubriques plus précises que le lecteur pourra consulter rapidement. Ces rubriques sont les suivantes : objectifs de l’enseignement dispensé, méthodes d’enseignement, supports pédagogiques et lectures recommandées, résumé des exposés théoriques.\nObjectifs de l’enseignement dispensé\nLes objectifs de l’enseignement dispensé reflètent le gain de connaissances ou de compétences que les stagiaires sont censés avoir acquis à la fin de chaque unité. Les spécialistes chargés de la formation peuvent s’en servir de guide pour préparer l’unité et diriger les travaux, et pour indiquer aux participants ce qui est attendu d’eux pendant ou après le déroulement de l’unité.\nLes méthodes d’enseignement proposent différentes méthodes et activités pour achever au mieux l’unité considérée.\nUne unité commence généralement par un bref exposé théorique étayé par des notes de cours ou des polycopiés préparés par la personne qui présente l’exposé.\nLe stage de formation étant axé sur la participation active des stagiaires, une grande partie du temps est consacrée aux travaux pratiques et aux démonstrations. Des directives claires concernant l’exécution de ces activités et les résultats qui en sont attendus doivent être établies au bénéfice des participants.\nLes visites sur le terrain devraient être étayées par des informations générales sur les essais faisant l’objet de la visite. Un protocole d’expérimentation détaillé et des panneaux contenant le minimum d’informations nécessaire pour comprendre en quoi consiste l’expérimentation suffiront (titre, traitement, dispositif expérimental, etc.). Pour que la visite sur le terrain soit plus vivante, les formateurs pourront dresser une liste de questions sur certains aspects du sujet et laisser les participants découvrir eux-mêmes les réponses à ces questions durant la visite.\nDes directives claires devront également être établies pour les exercices en groupe ou individuels pour que les stagiaires sachent quels sont les résultats attendus de ces exercices.\nSupports pédagogiques et lectures recommandées\nOn mentionnera ici les divers documents et publications qui serviront durant le stage (chapitres de manuels scolaires, articles publiés, notes de cours ou polycopiés).\nLes notes de cours ou polycopiés sont rédigés spécialement pour étayer les exposés présentés en début d’unité. Les notes de cours ont un caractère plus formel et refléteront d’une manière plus détaillée l’exposé qui aura été fait. Les polycopiés pourront être plus succincts, ne présentant que les grandes lignes de l’exposé ou reproduisant les transparents utilisés par la personne qui fait l’exposé.\nRésumé de l’unité\nCe résumé est un sommaire des exposés théoriques présentés à l’appui de l’unité. Il peut s’agir d’une fiche de lecture ou d’une liste des principaux points abordés durant l’exposé. Ce sommaire a pour but de mette en lumière les informations importantes qui doivent figurer dans l’exposé. Les unités pourront être élaborées de différentes manières par différents spécialistes de la formation ; toutefois, il faudra assurer la cohérence du contenu d’un stage à l’autre.\nTout stage de formation intensif, comme celui-ci, exige, pour que l’on puisse en mesurer l’impact, une surveillance constante du déroulement des activités, une évaluation du stage par les participants, des tests et des activités de suivi visant à aider les stagiaires à appliquer les connaissances, les compétences et les comportements qu’ils ont acquis durant le stage. Un modèle de formulaire d’évaluation et de plan d’action individuel figure à l’annexe 4.\nDes formulaires d’évaluation sont distribués au début du stage pour que les participants puissent les remplir au fur et à mesure. Les formulaires ainsi remplis sont analysés par les organisateurs du stage, qui peuvent en faire la synthèse pour l’inclure dans un rapport de stage. L’évaluation quotidienne des sessions théoriques, des visites sur le terrain, des démonstrations et des exercices a pour but de déterminer si :\nles participants ont acquis de nouvelles connaissances la session est importante pour les travaux quotidiens des stagiaires la durée d’une session est appropriée ou non le moment où a lieu la session est bien choisi ou non la session est bien présentée la session est bien étayée par les supports pédagogiques les participants ont des observations à faire sur la session\nLes résultats de cette évaluation quotidienne sont examinés avec chacun des spécialistes. Cette évaluation a pour but d’améliorer leurs compétences pédagogiques.\nUne évaluation finale est effectuée pour évaluer l’ensemble du stage, tant du point de vue de son contenu que du point de vue de la logistique. Cette évaluation porte sur les points suivants :\ndispositions à prendre avant le stage\nqualité et utilité des unités qui composent le stage\nbien-fondé et efficacité des objectifs du stage\nmatériel de formation, logistique, interactions entre les participants et les spécialistes\nchargés de la formation évaluation globale : points forts et points faibles du stage\nUn rapport de stage doit être établi à l’intention des participants et des formateurs. Ce rapport peut aussi servir de base à l’organisation d’un prochain stage.\nTests de connaissances et de compétences\nLes organisateurs du stage et les formateurs voudront naturellement vérifier que le contenu du stage a été bien compris par les stagiaires. Le meilleur moyen de le savoir est de faire passer un test aux stagiaires au commencement et à la fin de chaque session, ou au commencement ou à la fin du stage. Ce test pourra avoir lieu oralement sous la forme de questions posées aux stagiaires, ou il pourra être administré par écrit. Ces tests pourront donner lieu éventuellement à la délivrance d’un certificat de fin de stage servant d’attestation de présence et confirmant que le stagiaire a acquis certaines qualifications dans un ou plusieurs des domaines couverts par le stage.\nPour évaluer l’impact du stage, ses organisateurs doivent prévoir des activités de suivi. Ils peuvent, par exemple, établir un «plan d’action individuel » sur lequel les participants indiqueront comment ils entendent utiliser, dans leur travail quotidien, les connaissances et les compétentes qu’ils auront acquises dans le cadre du stage. Les organisateurs du stage pourront s’y reporter après un certain temps pour vérifier que ces plans d’action ont bien été appliqués et quels en ont été les résultats. Si possible, les plans d’action peuvent être appuyés par l’octroi de petites subventions pour éviter autant que possible que le manque de ressources ne devienne la cause de l’absence de mise en œuvre des plans d’action.\nLes organisateurs du stage peuvent aussi assurer le suivi en adressant aux stagiaires un bref questionnaire d’évaluation d’impact, entre six et douze mois après la fin du stage. Ce questionnaire pourra être complété, le cas échéant, par une visite sur le lieu de travail des stagiaires pour confirmer sur place que ces derniers appliquent effectivement les connaissances et les compétences qu’ils ont acquises et qu’ils ont modifié leur comportement à la fin du stage.\nvégétative des ligneux\nA la fin de cette unité, les stagiaires pourront :\nEnumérer les avantages et expliquer l’intérêt de la multiplication végétative en agroforesterie et donner quelques exemples de ligneux qui peuvent être multipliés avec succès de cette manière Enumérer et décrire les techniques de multiplication végétative les plus communément employées Expliquer quelques-uns des principes physiologiques qui sous-tendent les techniques de multiplication végétative, notamment le rôle des phytohormones Principes régissant la sélection et la collecte de matériel végétal pour la multiplication végétative\nL’unité comportera deux exposés théoriques de 60 minutes chacun, suivis d’un débat. L’un de ces exposés portera sur les principes et concepts fondamentaux de la multiplication végétative, l’autre sur la sélection et la collecte de matériel végétal pour la multiplication. Ces exposés pourront être étayés par les moyens audio-visuels habituels, tels que diapositives et transparents. Si possible, des visites sur le terrain pourront être organisées pour renforcer certains concepts ou principes.\nLes exposés théoriques seront étayés par des notes de cours et des polycopiés.\nLa première partie de l’unité donnera un aperçu des techniques de multiplication végétative les plus communément employées pour multiplier les essences\nagroforestières. On expliquera pour quelles raisons privilégier la multiplication végétative par rapport à la reproduction sexuée par ensemencement. On décrira les différentes phases du développement du matériel multiplié par voie végétative, ainsi que le rôle des phytohormones et des régulateurs de croissance dans ce processus. Enfin, on replacera la multiplication végétative dans le contexte global de la multiplication des essences agroforestières. La deuxième partie de l’unité explique les principes du prélèvement de matériel végétatif dans le contexte de la prospection de matériel génétique. Les avantages et inconvénients relatifs de la multiplication végétative sont examinés. Certains aspects essentiels de la prospection, notamment la participation des communautés locales et la nécessité d’une bonne documentation, sont également mis en relief. La prospection végétative ciblée de matériel génétique de ligneux dans leur milieu naturel pourrait permettre de procurer plus rapidement aux exploitants agricoles des arbres de qualité supérieure, leur assurant l’obtention précoce des produits désirés et l’uniformité des formes de croissance. Cependant, cette approche pourrait aussi avoir pour effet de réduire la base génétique du matériel cultivé et s’avérer à la fois coûteuse et laborieuse. Les mérites relatifs du prélèvement d’échantillons végétatifs de clones\nsur le terrain dépendent de la biologie du taxon et du contexte. Ces derniers doivent être évalués au cas par cas pour toute activité de prospection.\nLes publications suivantes permettront de mieux comprendre cette unité :\nDawson I and Were J. 1997. Collecting germplasm from trees – some guidelines. Agroforestry Today, 9(2): 6-9. Hartmann HT, Kester DE, Davies FT and Geneve RL. 1997. Plant propagation : Principles and practices. 6ème édition. New Jersey : Prentice Hall.\nZe’ev Wiesman – IPALAC et Hannah Jaenicke – World Agroforestry Centre\nLa multiplication végétative consiste à faire une copie exacte du génome de la plante- mère pour la perpétuer dans de nouveaux individus. Si c’est faisable, c’est parce que les végétaux, contrairement aux animaux et aux être humains, possèdent au départ des cellules méristématiques indifférenciées qui peuvent se différencier par la suite pour constituer les divers organes nécessaires pour former une nouvelle plante. Ainsi donc, un morceau de pousse, de racine ou de feuille peut se développer pour former une nouvelle plante contenant exactement les mêmes informations génétiques que la plante initiale.\nTandis que la reproduction sexuée par voie semencière laisse le champ libre aux variations et au progrès de l’évolution, la multiplication végétative a pour but la reproduction identique de plantes possédant des caractères désirables (productivité élevée, qualité supérieure, bonne tolérance au stress biotique ou abiotique) et, de ce fait, elle est inestimable si l’on veut perpétuer un caractère privilégié d’une génération à l’autre. Cette méthode, pratiquée sur les arbres fruitiers sur le pourtour de la Méditerranée depuis les temps bibliques, conserve aujourd’hui toute sa valeur pour la domestication des ligneux.\nLes principales méthodes de multiplication végétative des ligneux sont la multiplication par bouturage de tiges ou de racines, le greffage et l’écussonnage, ainsi que diverses méthodes et techniques de marcottage et de micropropagation.\nLes boutures sont des morceaux de plantes coupés possédant au moins un nœud. Diverses parties de la plante peuvent servir de bouture : tiges, racines, feuilles. Les boutures sont placées dans un milieu d’enracinement approprié, à forte humidité, jusqu’à l’apparition de racines et de pousses. La multiplication végétative par bouturage peut donner un taux de multiplication élevé et produit des plantes dotées de leur propre système racinaire.\nLe greffage permet de combiner plusieurs plantes. C’est la technique idéale lorsqu’un seul génotype ne permet pas de réunir tous les caractères recherchés, tels que la résistance aux nématodes du système racinaire ou un rendement élevé des parties aériennes (bois, feuilles, fruits).\nCette technique de multiplication, analogue au bouturage, présente sur cette dernière l’avantage que les rameaux ne sont détachés de la plante-mère qu’après l’apparition de racines. Le marcottage permet donc de faciliter l’enracinement des espèces qui s’enracinent difficilement. Son taux de multiplication est inférieur à celui du bouturage, mais en revanche il peut produire des plants de plus grande taille.\nCe concept recouvre toutes les formes de culture de tissus et de micropropagation. Ce qui singularise cette technique, c’est le fait que les plantes sont développées à partir de cellules uniques ou de tissus cultivés en milieu stérile. Elle donne un taux de multiplication très élevé, de sorte qu’à partir d’une seule plante on peut produire des milliers de nouvelles plantes «filles». Toutefois, elle exige au départ de lourds investissements en termes de matériel et de formation. C’est pourquoi on\nn’y recourt généralement que pour la multiplication d’arbres présentant un intérêt particulier en raison de leur valeur commerciale.\nLes arbres et arbustes peuvent aussi être multipliés à partir de stolons courts ou par apomixie.\nLes stolons courts sont des pousses latérales qui se développent à la base de la tige chez certaines plantes. Ils sont importants en agroforesterie parce qu’ils assurent la multiplication des monocotylédones tels que les palmiers. Ils sont détachés de la plante-mère avec les racines et peuvent être mis en pot immédiatement ou, si les racines sont insuffisantes, ils peuvent être traités comme une bouture de tige placée dans un propagateur. On peut provoquer l’apparition de stolons courts en raccourcissant la tige principale, ce qui a pour effet de briser la dominance apicale de la plante-mère, qui est habituellement très forte.\nL’apomixie est un processus commun à certaines plantes, d’où le processus sexuel normal qui mène à la formation de zygotes est absent. L’embryon se développe à partir d’une cellule haploïde ou diploïde au sein des structures reproductives (nucelle, sac embryonnaire ou œuf produit sans avoir subi de division réductionnelle). La forme la plus connue d’apomixie est l’embryonie adventive, processus par lequel des embryons se différencient à partir de cellules du\nnucelle ou du sac embryonnaire. Ces embryons sont diploïdes et sont une réplique exacte de la plante- mère. Les graines ainsi obtenues possèdent souvent plusieurs embryons (polyembryonie), l’un deux s’étant développé par reproduction sexuée, les autres étant d’origine apomictique. Cette forme d’apomixie se manifeste chez certaines espèces d’arbres fruitiers (agrumes et mangues). Il est possible qu’elle survienne assez fréquemment chez les espèces non domestiquées, mais ceci reste à prouver.\nL’intérêt de l’apomixie est qu’elle produit des graines clonées. Les plantes qui germent à partir de graines apomictiques passent par les mêmes stades de développement que les plantules obtenues par reproduction sexuée. C’est donc l’espèce qui déterminera l’utilité de cette forme de multiplication en horticulture. Si par exemple on a besoin de jeunes plants vigoureux, pour la production de bois d’oeuvre notamment, cette forme de multiplication clonale s’avérera souhaitable. La production de propagules apomictiques est également intéressante si l’on considère les coûts de production de plantes clonales; en effet, dans la plupart des cas la production de propagules par ce biais est meilleur marché que la production de propagules végétatives.\nLa multiplication végétative a essentiellement pour avantages :\nDe maintenir des génotypes supérieurs De surmonter les problèmes posés par la germination et le stockage des semences De provoquer une floraison et une fructification plus précoces De combiner en une seule plante les caractères convoités de plusieurs génotypes De contrôler certaines phases du développement D’assurer l’uniformité des plantations\nMaintenir des génotypes supérieurs\nLa plupart des essences tropicales sont exogènes, ce qui signifie que lors de la recombinaison des gènes durant la reproduction sexuée de nombreux caractères importants peuvent disparaître. La multiplication végétative permet, dès qu’un arbre exceptionnel a été repéré par des exploitants agricoles ou des chercheurs, d’en fixer l’information génétique, ce qui permet de reproduire ce même spécimen au cours de la génération suivante.\nSurmonter les problèmes posés par la germination et le stockage\nCertaines essences donnent des fruits sans graines, notamment certains cultivars d’agrumes, et doivent donc être multipliées végétativement, tandis que d’autres portent peu de fruits ou en portent de manière imprévisible. De nombreuses espèces tropicales produisent des graines récalcitrantes qui exigent des traitements spéciaux souvent pénibles. En pareil cas, la multiplication végétative peut remplacer avantageusement la production de plantules, tout en s’avérant moins onéreuse.\nProvoquer une floraison et une fructification plus précoces\nL’un des intérêts essentiels de la multiplication végétative est le raccourcissement du cycle reproductif de l’arbre. Ceci revêt une importance particulière lorsque les fleurs, les fruits ou les graines sont les produits désirés. La multiplication végétative s’effectue généralement à partir de scions ou de boutures d’arbres parvenus à maturité, qui conserveront les caractères qui accompagnent cette maturité après greffage ou enracinement, comme on l’expliquera plus loin en détail.\nCombiner plusieurs génotypes dans une seule plante\nLe greffage est une manière inédite de combiner dans une seule plante les caractères de plusieurs. Des scions possédant des caractéristiques particulières, par exemple en ce qui concerne la fructification, peuvent être greffés sur des sujets possédant d’autres propriétés désirables, comme par exemple la résistance aux nématodes. Il est également possible de greffer plusieurs cultivars sur une même tige, notamment pour allonger ou étaler leur période de fructification en greffant sur un même arbre des variétés précoces et des variétés tardives. L’introduction d’une branche pollinisatrice sur l’arbre femelle est une possibilité pour les espèces dioïques.\nContrôler certaines phases du développement\nUne plante passe par plusieurs phases successives que l’on peut distinguer par la vigueur\nde la croissance et la floraison. Les jeunes plantes sont vigoureuses, ont une forte dominance apicale et se régénèrent aisément par multiplication végétative. Les plantes matures manquent de vigueur, se ramifient beaucoup et donnent des fleurs. Elles ne se régénèrent pas facilement par multiplication végétative. On peut aussi définir des degrés de maturité intermédiaires. La multiplication végétative perpétue la phase de maturité de la plante-mère. La fixation de ce stade de développement de l’arbre peut présenter des avantages économiques, notamment dans le cas des arbres fruitiers qui fleurissent rapidement après le greffage, si le greffon a été prélevé sur un arbre mature, ou d’arbres de haute futaie qui conservent leur vigueur juvénile s’ils sont enracinés à l’état de bouture prélevée sur une jeune plante. On notera toutefois que certaines formes de multiplication végétative, notamment les boutures racinaires, donnent toujours des plantes jeunes. Ceci pourrait s’avérer indésirable dans certaines cas.\nUniformité des plantations\nPour de nombreuses espèces exploitées à des fins commerciales, l’uniformité de la croissance ou de la période de fructification est importante sur le plan économique. L’uniformité peut aussi avoir son importance dans les essais d’agroforesterie.\nLes hormones végétales ou phytohormones jouent un rôle important dans la formation des cals et la différentiation en nouvelles racines ou tissus vasculaires. Les hormones végétales sont des substances chimiques que l’on trouve chez les plantes à l’état naturel à de très faibles concentrations. Outre les hormones naturelles endogènes, il existe plusieurs substances synthétiques ou naturelles qui produisent des effets analogues. Ces substances, ainsi que les hormones végétales, sont généralement regroupées sous le terme générique «régulateurs de croissance». Il existe cinq grands groupes d’hormones végétales et de régulateurs de croissance que l’on peut distinguer par leurs effets dominants. Ce sont les auxines, les gibbérellines, les cytokinines, l’acide abscissique, et un régulateur de croissance gazeux, l’éthylène.\nLes auxines sont des substances chimiques, naturelles ou synthétiques, dérivée du L- tryptophane. L’auxine endogène est l’acide indole-acétique (A.I.A). Cet acide est produit par le primordium foliaire, les jeunes feuilles et les graines en développement, selon un processus basipète (du sommet à la base). Il influence de nombreuses activités de la plante, notamment l’inclinaison vers la lumière, la dominance apicale (inhibition des bourgeons latéraux par une forte croissance terminale), la formation de couches d’abscission dans les fruits et les feuilles et la stimulation de la formation des cambiums. Cette activité est la plus importante du point de vue de la multiplication végétative car elle a un effet direct sur la formation de racines dans les boutures et sur la cicatrisation des plaies lors de la formation de points de greffe. Certaines auxines synthétiques sont plus efficaces que l’acide indole-acétique et sont commercialisées pour la multiplication des végétaux, notamment l’acide indole-butyrique (A.I.B), l’acide naphtyl-acétique (A.N.A.) et le 2,4-D, qui est un herbicide bien connu.\nLes gibbérellines se trouvent chez la plante à l’état naturel. Elles régulent l’élongation des pousses en contrôlant la croissance des cellules (par opposition à la division cellulaire). Il est prouvé qu’elles entravent la formation des racines. Des expériences ont montré que l’usage d’antigibbérellines, substances qui bloquent la synthèse des gibbérellines dans les plantes, améliorent l’enracinement si l’on applique en même temps des auxines exogènes. Le paclobutrazol («cultar») est une substance antigibbérelline bien connue.\nLes cytokinines sont présentes à l’état naturel dans l’endosperme des plantes. Elles régulent la division cellulaire et induisent la néoformation des bourgeons et des pousses. Les cytokinines naturelles comprennent la kinétine et la zéatine. Il existe aussi un grand nombre de cytokinines synthétiques. L’équilibre entre les auxines et les cytokinines est crucial pour la multiplication des végétaux. Un coefficient élevé auxines/cytokinines favorise la formation de racines adventives, tandis qu’un faible coefficient auxines/cytokinines favorise la formation de bourgeons adventifs. Les boutures d’espèces contenant de fortes concentrations de cytokinines à l’état naturel sont plus difficiles à enraciner que les espèces à faible concentration.\nL’acide abscissique est un inhibiteur de croissance. Il est responsable de la formation de couches d’abcission dans les bourgeons et les feuilles. Il régule également la fermeture des stomates et contrôle l’absorption de l’eau et des ions par les racines. C’est un antagoniste naturel des cytokinines. L’acide abcissique pourrait jouer un rôle dans la multiplication des végétaux; toutefois, ce rôle n’est pas encore clair.\nL’éthylène est un gaz produit par les fruits qui mûrissent et les plantes sénescentes. Les recherches menées jusqu’ici ont mis en évidence les effets contradictoires de l’éthylène sur la formation de racines adventives. Il semblerait que l’éthylène endogène ne participe pas directement à l’enracinement des boutures.\nLes plantes, tout comme les animaux, traversent différentes phases (embryonnaire, juvénile, adolescente et adulte). Toutefois, il existe une différence marquée dans la manière dont les plantes et les animaux croissent et vieillissent. Cette différence réside dans le fait que les cellules animales sont plus ou moins définies. Toutes les cellules d’un même organe arrivent à maturité et vieillissent à peu près ensemble. Les plantes, en revanche, produisent des couches successives au niveau du méristème des pousses apicales ou latérales. Ainsi donc, le passage de la jeunesse à la maturité s’opère dans le méristème à mesure que croissent les pousses. Paradoxalement, la base de l’arbre, qui est chronologiquement la plus ancienne, est la moins mature en termes d’ontogenèse. La couronne, qui est la partie la plus jeune de l’arbre sur le plan chronologique, est cependant la plus mature sur le plan ontogénétique. Les bourgeons latéraux sont souvent dormants du fait de la forte dominance apicale du principal point végétatif, mais ils conservent cependant le degré de maturité ontogénétique qu’ils possédaient à l’origine. Dès qu’ils commencent à croître, ils se développent en franchissant les étapes normales du développement ontogénétique. C’est pourquoi\nles bourgeons ou pousses épicormiques prélevées à la base de l’arbre donnent des plantes jeunes tandis que les bourgeons ou boutures provenant des pousses de la cime de l’arbre donnent rapidement des plantes qui fleurissent.\nPour la multiplication par bouturage, il faut disposer de plantes jeunes car la formation de racines adventives décroît à mesure que la plante avance en maturité. Les rejets de souche d’arbres abattus possèdent les propriétés de jeunes plants, notamment la vigueur et la facilité d’enracinement et on peut s’en servir pour prélever des boutures de tiges. Les plantes obtenues par bouturage ont les mêmes caractères que la jeune plante; cette technique de multiplication est donc idéale pour les arbres de haute futaie, où l’on recherche la vigueur et la formation de branches basses.\nInversement, le développement de la cime est souhaitable chez les arbres fruitiers, puisque l’on veut que les nouvelles plantes parviennent à maturité plus rapidement. L’enracinement des boutures se fait difficilement si ces dernières sont prélevées sur des plantes adultes. C’est pourquoi, pour la multiplication végétative des arbres fruitiers, on préférera d’autres techniques, telles que le marcottage ou le greffage. La multiplication végétative des arbres ainsi obtenus permet de fixer l’âge ontogénétique à l’âge adulte, où les propriétés juvéniles ont complètement disparu de la plante.\nLa multiplication végétative peut être utile aux chercheurs qui travaillent sur la domestication pour évaluer le potentiel de certains arbres de populations sélectionnées (Tchoundjeu et al., 1997). Elle peut servir, entres autres, à déterminer si la qualité supérieure des fruits d’un arbre est d’ordre génétique ou si elle résulte d’une réaction de l’arbre à son environnement ou à sa gestion. En plantant différents spécimens du même clone dans différents sites, on peut tester ses caractères génétiques ainsi que la capacité d’adaptation climatique et environnementale du clone. La sélection des plantes par les méthodes traditionnelles a pour but de consigner aux fins d’évaluation la performance moyenne d’une provenance ou d’une famille. Par contraste, on peut trouver au sein de populations inférieures des clones exceptionnels. Dès lors que l’on a repéré un individu supérieur, on peut produire des cultivars par multiplication végétative continue. Le choix de la technique d’amélioration (multiplication végétative ou sélection traditionnelle) dépendra largement de l’espèce considérée et des produits qu’elle fournit (Weber et al., 1997). Les espèces d’arbres qui donnent des produits de grande valeur, comme par exemple les fruits, qui peuvent être des espèces exogames, justifient généralement les investissements plus élevés qu’exige un programme de multiplication végétative.\nOn croit généralement qu’un programme de multiplication végétative associé à la prospection de matériel génétique sur toute la gamme permet de préserver la diversité génétique des populations sauvages. Ceci est vrai pour les populations par ailleurs menacées d’extinction ou chez lesquelles une sélection antérieure a provoqué la domination d’un petit nombre de familles ou de provenances au détriment des autres. Néanmoins, la multiplication végétative peut aussi constituer un danger pour la diversité génétique d’une population si la sélection opérée à partir de la diversité naturelle, qui est très vaste, a été extrêmement restreinte. Si, par exemple, on impose des critères de sélection très rigoureux auxquels très peu de clones peuvent satisfaire, à l’exclusion de tous les autres critères, la plantation des populations monoclonales ou oligoclonales qui en résulteraient seraient hautement préjudiciable à la capacité d’adaptation environnementale et sociétale de l’espèce. De même, s’il est vrai que l’on a pu dans le passé introduire plusieurs espèces à partir d’une poignée de semences, on sait aussi que cette pratique pourrait présenter des dangers dans la mesure où la population ainsi obtenue est plus vulnérable aux fléaux biotiques ou abiotiques, tels que les insectes nuisibles ou les sécheresses prolongées.\nQuant aux collections semencières, elles devraient provenir d’au moins trente arbres d’une population donnée (Dawson and Were, 1997). On veillera à conserver la riche diversité génétique présente dans tout programme de multiplication végétative. Si la sélection porte sur un trait particulier, on peut choisir plusieurs clones ayant la même performance pour ce trait. Par exemple, si la maturité en début de saison est l’objectif recherché pour la domestication d’une espèce donnée, on s’apercevra que ce trait est présent chez plusieurs individus, tout en étant lié à divers autres traits plus ou moins importants tels que la taille de l’arbre ou la couleur des feuilles. Ainsi donc, on pourra établir une population possédant un trait commun, à savoir une maturité précoce, mais divergeant sur d’autres points, comme par exemple la taille de l’arbre ou la couleur des feuilles. De tels mélanges de clones sont communs en foresterie. Dans certains pays, le nombre de clones qui doivent être présents dans un mélange donné est réglementé par la loi; par exemple, au Canada, il doit être de plus de 50 (Zsuffa et al., 1993). S’agissant des arbres fruitiers exploités à des fins commerciales, les consommateurs ont des goûts suffisamment variés pour garantir une bonne préservation de la diversité génétique. On notera que dans les centres d’origine de la plupart des fruits exotiques il reste des populations naturelles qui permettent de préserver le patrimoine génétique et de fournir de nouveaux gènes pour de nouveaux cultivars.\nUn problème qu’il ne faut pas sous-estimer dans le contexte de la multiplication végétative est celui de la propagation des maladies, en particulier des infections virales. En effet, dès qu’une plante est infectée par un virus ou un organisme apparenté, souvent par l’intermédiaire d’insectes\nsuceurs de sève tels que les aphides, la maladie peut s’étendre à toute la plante, franchir les points de greffe et devenir une source d’infection par le biais des greffons et des points de greffe. La virescence, ou «greening», des agrumes est un exemple bien connu. Cette maladie a fait échouer bon nombre de plans de production ambitieux. Le virus est transmis naturellement par le psylle des agrumes (Trioza erythreae), mais il est aussi largement propagé par le greffage d’une plante malade sur une plante saine. C’est pourquoi il existe, au Kenya par exemple, des règlements très stricts restreignant les régions où l’on peut implanter des pépinières d’agrumes. Ces pépinières doivent être agréées. Elles sont dotées d’un personnel qualifié qui exerce une étroite surveillance sur les plants pour éviter toute diffusion de matériel végétal contaminé (Will et al., 1997). Plusieurs méthodes perfectionnées ont été mises au point pour éliminer les agents pathogènes des plantes, notamment la thermothérapie, les traitements thermiques et le micro-greffage, ou une combinaison de ces diverses techniques. Ces traitements ne sont généralement offerts que par des laboratoires spécialisés.\nL’histoire montre que les maladies peuvent se propager chez les plantes produites par multiplication végétative avec des effets dévastateurs. On citera en exemple l’épidémie de Phytophtora infestans qui a détruit, en 1845-1846, la récolte de pommes de terre en Irlande, causant une famine de telle ampleur que des vagues d’émigrants irlandais ont déferlé sur les Etats- Unis.\nLa multiplication végétative peut, inversement, servir à améliorer la résistance d’une espèce aux agents pathogènes, soit en multipliant les individus résistants, soit en greffant des greffons intéressants mais sensibles sur des souches résistantes.\nDawson I. and Were J. 1997. Collecting germplasm from trees – some guidelines. Agroforestry Today. 9(2): 6-9. Tchoundjeu Z, De Wolf J and Jaenicke H. 1997. Vegetative propagation for domestication of agroforestry trees. Agroforestry Today. 9(2) : 10-12. Weber J, Sotelo-Montes C and Labarta-Chávarri R. 1997. Tree Domestication in the Peruvian Amazon Basin – working with farmers for community development. Agroforestry Today. 9(4): 4-8. Will M., Oduol PA, Ouko JO, and Alumira J. 1997. Tree Crops Germplasm and Distribution Systems in Kenya. GTZ-Integration of Tree Crops into Farming Systems Project. Internal Paper No 14. Nairobi : GTZ. Zsuffa L, Sennerby-Forsse L, Weissgerber H and Hall R.B. 1993. Strategies for Clonal Forestry with Poplars, Aspens and Willows. In: Ahuja, MR and Libby WJ eds. Clonal Forestry II. Conservation and Application. Heidelberg : Springer.\nIan Dawson—World Agroforestry Centre\nLe présent exposé décrit quelques-uns des principes de l’échantillonnage végétatif durant la prospection de matériel génétique. Les avantages et les inconvénients relatifs de cette méthode sont comparés à d’autres méthodes de prospection semencière. Certains aspects généraux de la collecte, y compris la participation des communautés locales et la nécessité d’une bonne documentation, sont également mis en lumière.\nLa collecte ciblée d’échantillons végétatifs de matériel génétique de ligneux permet de mettre rapidement à la disposition des exploitants des variétés d’arbres supérieures qui donnent plus précocément les produits désirés tout en assurant l’uniformité de la croissance. Toutefois, cette collecte risque de rétrécir la base génétique du matériel cultivé et peut s’avérer à la fois coûteuse et laborieuse. Les mérites relatifs de l’échantillonnage végétatif de clones sur le terrain dépendront de la biologie du taxon et du contexte, qu’il faudra évaluer au cas par cas pour toute activité de prospection de matériel génétique.\nLe matériel génétique peut être prospecté pour diverses raisons, notamment :\nPour être distribué immédiatement aux exploitants agricoles ou affecté à d’autres usages Pour être conservé Pour sélectionner du matériel génétique supérieur pour des programmes de domestication des ligneux\nLe matériel génétique est généralement recueilli sous la forme de semences, bien qu’il soit aussi possible de le recueillir sous la forme d’échantillons végétatifs. Le prélèvement d’échantillons végétatifs offre, par rapport à la collecte de semences, les avantages suivants :\nLe prélèvement de matériel végétatif permet d’obtenir une réplique génétique exacte de l’arbre sur lequel a été prélevé l’échantillon. Par conséquent, si on sélectionne des arbres supérieurs durant l’opération on peut en même temps conserver les gènes favorables et les complexes génétiques adaptatifs de ces individus. Une collecte bien ciblée de matériel végétatif peut s’avérer plus efficace que la collecte de semences pour la sélection de matériel de qualité supérieure. Ceci est dû au fait que la plupart des arbres sont des espèces\nexogames, ce qui signifie que 50% seulement du génome nucléaire de la graine est apporté par la plante-mère. La collecte de semences peut donc s’accompagner de la perte de gènes favorables et de gènes adaptatifs possédés par la plante-mère. L’expression accélérée d’importants caractères peut parfois être obtenue par échantillonnage de matériel végétatif, si l’on choisit bien la méthode de collecte et l’âge des arbres. C’est ainsi que les arbres fruitiers reproduits par marcottage produisent plus précocément que ceux issus d’échantillons de semences. Ceci présente des avantages tant pour l’évaluation du matériel génétique dans le cadre des programmes d’amélioration des ligneux que pour la distribution directe de matériel génétique aux usagers. Dans ce dernier cas, les exploitants agricoles sont probablement avantagés parce qu’ils peuvent tirer parti plus rapidement du matériel collecté. La prospection de matériel végétatif peut se faire à tout moment, contrairement à la collecte de semences. Pour certaines espèces, il est difficile de prévoir le meilleur moment pour effectuer la collecte des semences, et ce moment peut varier considérablement d’une année sur l’autre. Certaines espèces ne fructifient pas certaines années ou, s’il s’agit d’espèces exogames, sont incapables de produire aucun fruit en raison de leur isolement génétique, par suite d’une fragmentation de la population. En pareil cas, la possibilité de prélever du matériel végétatif est le seul moyen de se procurer du matériel génétique.\nUn certain nombre d’inconvénients (aucun arbre voisin pour se charger de la pollinisation) sont cependant associés à l’échantillonnage de matériel génétique sous forme végétative. Ces inconvénients sont les suivants :\nLa sélection de phénotypes durant la prospection de matériel génétique peut s’avérer inefficace. En effet, les caractères ne peuvent être sélectionnés sur le terrain que s’ils possèdent un degré de transmissibilité élevé, en raison de l’influence qu’exerce un environnement non uniforme sur l’expression des caractères. Si certains caractères intéressants se transmettent facilement (par exemple la taille des fruits et leur suavité), d’autres par contre ne se transmettent pas aussi aisément (par exemple la forme des arbres). Peu de travaux ont été effectués jusqu’à présent pour déterminer l’efficacité de la sélection de phénotypes sur le terrain. La collecte de matériel végétatif souffre parfois de difficultés pratiques. Les méthodes de collecte peuvent être ardues et exiger des recherches considérables avant que d’être optimisées et s’avérer de surcroît laborieuses. Le matériel végétatif est périssable. Il doit donc être manipulé avec soin sur le terrain (Leon et Withers, 1986) et ne peut généralement pas être entreposé pendant de longues périodes. Ce matériel est parfois volumineux et difficile à manipuler. Les règlements applicables en matière de quarantaine sont parfois plus stricts en raison du risque plus grand de transmission de virus ou d’autres maladies avec du matériel végétatif qu’avec des semences.\nPour des raisons de commodité, le matériel végétatif est généralement prélevé sur un petit nombre d’arbres d’une provenance donnée. Ceci rétrécit inévitablement la base génétique du matériel prélevé par rapport à celle de la population sur laquelle il est prélevé. Ceci est particulièrement vrai pour les arbres chez lesquels on constate des variations non négligeables au sein d’une même population. Bien qu’une variation génétique réduite puisse être un avantage dans certains cas (par exemple lorsque les marchés exigent un produit de dimensions et de caractéristiques uniformes), elle peut aussi avoir pour effet d’amoindrir l’aptitude du matériel génétique à s’adapter à des conditions environnementales diverses (comme par exemple la présence de ravageurs et de maladies et les changements climatiques) ou aux besoins de l’usager (comme par exemple une modification des préférences de l’usager entre les différents produits fournis par l’arbre (Simons et al., 1994). Si l’on procède par la suite à une multiplication par voie de semences, il peut s’ensuivre une dépression, ou perte de performance, due à la consanguinité. Un moyen d’éviter de rétrécir la base génétique consiste à rassembler, évaluer et distribuer un plus grand nombre de clones de différentes provenances. Toutefois, cette pratique est rarement suivie. Par suite du risque de rétrécissement de la base génétique du matériel collecté, la collecte de matériel végétatif est rarement employée à des fins de conservation, à moins que l’on ne puisse se procurer des semences ou que le matériel génétique visé ne se reproduise normalement par procédé végétatif.\nOn décidera si la collecte de matériel végétatif est appropriée, dans une situation donnée, en fonction de la biologie de l’espèce considérée, de l’usage auquel on la destine et de l’amélioration désirée. Tous ces facteurs devront être soigneusement évalués avant la collecte. La collecte ciblée de matériel végétatif est appropriée pour les espèces d’arbres qui :\ndonnent des produits de haute valeur (certains fruits) sont exogames passent par une longue période de maturation avant de fructifier produisent des graines récalcitrantes\npossèdent des caractéristiques importantes placées sous strict contrôle génétique (voir l’exemple ci-dessous)\nLes espèces sans grande valeur utilisées pour les services qu’elles rendent (par exemple pour améliorer la fertilité des sols ou produire du fourrage), qui ont un temps de génération court et une production prolifique de graines orthodoxes se prêtent mieux généralement à une prospection sous forme de semences.\nQuelle que soit la méthode employée pour collecter du matériel génétique, on constate que de nombreuses essences d’arbres font apparaître des variations phénotypiques considérables dans toute leur aire de répartition. Il importe donc, lorsque l’on collecte du matériel à évaluer pour\nles programmes d’amélioration génétique, de prélever des échantillons sur toute une gamme de provenances dans toute la zone géographique de l’espèce, en considérant l’ensemble des gradients écologiques (tels que l’altitude ou le clines de pluviométrie) présent dans l’aire de répartition du taxon.\nLa sélection et la collecte de matériel génétique gagnent à être menées avec la participation des usagers potentiels. Dans un premier temps, il faut choisir les espèces intéressant les usagers. En deuxième lieu, des méthodes de collecte appropriées pour ces espèces doivent être mises au point par l’expérience ou l’apprentissage ou au moyen d’essais réalisés par les usagers. En troisième lieu, il faut déterminer les caractéristiques de l’espèce qui sont importantes pour les usagers et que l’on souhaiterait donc améliorer. La prospection de matériel génétique doit ensuite être effectuée directement avec les communautés locales. L’échantillonnage ciblé doit tenir compte des caractéristiques importantes recherchées par les usagers. Cette collecte, effectuée avec la participation de tous les intéressés, permet de mieux faire connaître aux exploitants agricoles les utilisations et les bénéfices possibles de telle ou telle espèce. Elle leur permet d’apprendre les techniques nécessaires pour reproduire l’espèce par multiplication végétative. On peut ainsi augmenter considérablement les chances d’obtenir un impact rapidement et d’accélérer l’adoption de nouvelles technologies et de certains matériels génétiques.\nPlusieurs points sont importants pour la collecte :\nIl faut disposer, avant de commencer, d’un plan de travail bien établi décrivant la méthode à suivre et le but recherché. Ce plan peut être utilement présenté sous la forme d’un tableau récapitulatif et devrait être rédigé sous la forme d’un protocole avant le commencement de la collecte. Il faut disposer d’une bonne documentation, pendant et après la collecte, pour pouvoir s’y référer ultérieurement. Il faudra noter tout spécialement les caractéristiques particulières que l’on aura sélectionnées chez les arbres faisant l’objet de la collecte, ainsi que les noms des membres de la communauté qui auront pris part à la sélection. Le matériel végétatif étant périssable, il faudra prendre des dispositions, avant le commencement de la collecte, pour que le matériel végétatif soit receptionné et pris en charge dès le retour à la station. Une fois la collecte achevée, un rapport décrivant en détail les travaux effectués devrait être rédigé. Des renseignements complémentaires sur la méthodologie de prospection de matériel génétique figurent dans divers ouvrages spécialisés (Dawson et Were, 1997) et la FAO (1995).\nIrvingia gabonensis et I. Wombolu (mangue sauvage) sont d’importantes espèces d’arbres fruitiers dans les régions humides d’Afrique de l’Ouest. Le fruit se consomme cru et ses graines séchées sont utilisées comme épaississant pour les soupes. La mangue sauvage contribue pour beaucoup au développement de l’économie locale. De plus, lors de l’établissement de la liste des priorités, elle a été identifiée comme un taxon clé pour la recherche, y compris des activités telles que la prospection de matériel génétique et l’évaluation génétique. Ces deux espèces de mangue peuvent être multipliées végétativement par marcottage ou marcottage aérien. Les graines sont récalcitrantes et ne restent viables que pendant les quatre semaines qui suivent leur ramassage.\nAvant que ne commence la prospection de matériel génétique, une enquête a été menée auprès des communautés pour savoir quels caractères importants les usagers recherchaient dans ces arbres. La dimension des fruits et leur saveur faisaient partie des éléments recherchés. On a procédé à deux collectes successives. Au cours de la première collecte, des fruits ont été prélevés sur des arbres qui, selon les consommateurs, possédaient des propriétés supérieures, au Nigéria, au Gabon et au Cameroun. Les graines ramassées ont été rapidement transférées dans plusieurs sites en milieu réel, en vue de leur installation dans des essais de provenance en station et dans des peuplements de conservation.\nAprès la première collecte, on a évalué plusieurs arbres en recourant à la génétique moléculaire. On a ainsi pu mettre en évidence, chez les deux espèces, certains types de variations qui devraient permettre d’optimiser la stratégie de gestion des gènes. L’évaluation a montré notamment qu’il existe des variations génétiques considérables entre les graines recueillies sur un même arbre, ce qui est souvent le cas chez les espèces exogames. Les graines ne sont donc pas «conformes à l’original». Il s’ensuit que la sélection clonale serait une méthode plus efficace pour cibler la prospection de matériel génétique de ligneux.\nDurant la deuxième collecte, un prélèvement ciblé de matériel végétatif a eu lieu au Nigéria et au Cameroun. Les usagers ont été invités à sélectionner des arbres supérieurs dans divers endroits, après quoi des marcottes ont été installées avec l’aide des communautés. Pour chaque arbre, on a établi entre 5 et 10 marcottes. Après quelques mois, les marcottes ont été recueillies. Une partie a été affectée à des essais en plein champ menés en station visant à comparer les variations génétiques entre clones et régions. L’autre partie a été donnée aux usagers pour qu’ils puissent établir des pépinières communautaires.\nLa collecte de matériel végétatif d’Irvingia présente, en plus de la sélection clonale, deux autres avantages. Le premier de ces avantages est que la fructification se trouve accélérée, puisqu’elle est ramenée de 7 ans minimum pour les arbres issus de semences à 2 à 3 ans. Par conséquent, on peut évaluer plus rapidement le matériel génétique et donc fournir plus vite aux usagers du matériel supérieur. Le deuxième avantage est que, en impliquant les communautés directement dans le prélèvement et la collecte des marcottes, on stimule leur intérêt pour la gestion et la plantation des espèces choisies. Le marcottage est une technique relativement simple à laquelle les usagers pourront ensuite recourir pour sélectionner et multiplier leurs arbres favoris sans l’intervention des chercheurs. Le seul inconvénient du marcottage est le taux relativement élevé d’échecs lors de la phase d’établissement. Des recherches plus poussées seront donc nécessaires avant que l’on puisse utiliser le marcottage comme méthode courante pour la collecte de matériel génétique d’Irvingia.\nDawson IK and Were J. 1997. Collecting germplasm from trees – some guidelines. Agroforestry Today. 9(2): 6-9. FAO, Forestry Resources Division, Forestry Department. 1995. Collecting woody perennials. In: Guarino, L., Ramanatha Rao, V., Reid, R: (eds). Collecting plant genetic diversity : t echnical guidelines. Wallingford: CAB International pp. 485-489. Simons, AJ, MacQueen DJ and Stewart JL. 1994. Strategic concepts in the domestrication of non-industrial trees. In: Leakey, R.R.B., Newton, A.C. (eds). Tropical trees : the potential for domestication and the rebuilding of forest resources. London : HMSO. Leon J and Withers LA (eds). 1986. Guidelines for Seed Exchange and Plant Introductions in Tropical Crops. FAO Plant Production and Protection Paper, 76. Rome : FAO.\nA la fin de cette unité, les participants pourront :\nénumérer et expliquer les problèmes les plus courants qui affectent la gestion des pépinières et proposer des solutions pour y remédier énumérer et décrire les outils nécessaires pour exploiter une pépinière décrire les caractéristiques d’un bon substrat de pépinière organiser et planifier les activités de la pépinière de manière à produire des essences agroforestières de très bonne qualité énumérer et décrire quelques problèmes courants posés par la présence de ravageurs et de maladies susceptibles de s’attaquer aux pépinières et proposer des moyens de lutte\nL’unité comprend deux exposés théoriques de 60 minutes chacun, l’un sur la gestion des pépinières et l’autre sur la lutte phytosanitaire. Ces exposés sont étayés par des supports audiovisuels. L’exposé sur la gestion des pépinières est suivi par une série de travaux pratiques et de démonstrations mettant en relief les aspects les plus importants de la gestion d’une pépinière, plus spécifiquement dans le contexte des techniques de multiplication végétative. L’exposé sur la lutte phytosanitaire pourra être illustré par des démonstrations ou des exercices pratiques sur l’usage des pesticides en pépinière.\nLes deux exposés théoriques seront étayés par des notes de cours. Le matériel nécessaire pour les travaux pratiques et les démonstrations sur la gestion d’une pépinière est indiqué dans la section consacrée aux travaux pratiques et aux démonstrations.\nPour produire des essences agroforestières de très bonne qualité, la mise en place d’une pépinière bien gérée est indispensable. Tout bon gérant de pépinière doit\nse fixer pour but la production rapide et rentable de plantes saines et uniformes possédant un système racinaire vigoureux et fibreux. Les problèmes les plus courants affectant la production de plantules sont les suivants : absence d’une source fiable d’alimentation en eau, retards de livraison, équipement de mauvaise qualité, approvisionnement en semences auprès de divers fournisseurs, mélanges utilisés pour la mise en pot, hygiène de la pépinière et conditions\nphytosanitaires, compétentes du personnel et planification. Certains de ces problèmes sont liés à la gestion de la pépinière, d’autres tiennent à la qualité de l’infrastructure. Le substrat joue un rôle important dans le succès de la production arboricole. Un bon substrat de multiplication est à la fois ferme et léger, peut maintenir les plantules bien en place, retenir l’humidité tout en étant bien aéré et bien drainé, être exempt d’agents pathogènes et contenir les éléments nutritifs nécessaires à la croissance de la plante sans être salin. Il existe plusieurs méthodes pour obtenir un compost de bonne qualité. Un certain nombre d’outils rudimentaires sont indispensables dans toute pépinière :\npioche, houe, pelle etc\nUne bonne planification est un préalable à la gestion et à l’organisation de la pépinière. Les aspects les plus importants de la planification sont, d’une part, l’établissement d’un planning, et, d’autre part, l’estimation de la quantité de substrat requise et du nombre de plantules nécessaire pour produire le nombre d’arbres prévu. Les gérants de pépinières devraient être plus étroitement en contact avec la clientèle de manière à améliorer leurs compétences ainsi que la qualité des plantes qu’ils fournissent.\nLes ravageurs et maladies usuels des plantes peuvent endommager les semences et les plantules dans les pépinières. L’exposé mettra en lumière certains de ces problèmes et proposera des mesures préventives et curatives pour les atténuer.\net doivent être utilisés correctement et bien entretenus.\nPour mieux comprendre l’unité, on consultera avec profit les ouvrages suivants :\nHartmann HT, Kester DE, Davies FT et Geneve RLL. 1997. Plant propagation :\nPrinciples and practices, 6 th ed. New Jersey: Prentice Hall. Jaenicke H. 1999. Good tree nursery practices. Research nurseries. Nairobi: ICRAF. 83 p. OIT. 1989. Tree nurseries. An illustrated technical guide and training manual.\nPublic Works Programmes Booklet No. 6. Genève. OIT.\nMiller JH. and Jones N. 1995. Organic and compost-based growing media for tree seedling nurseries. Washington D.C.: The World Bank.\nHannah Jaenicke—World Agroforestry Centre\nOn examinera, dans les pages qui suivent, divers modes de gestion possibles des pépinières dans le contexte de la recherche et des projets pilotes. 1 On notera tout d’abord que, si pour toutes les pépinières, en milieu réel ou en milieu contrôlé, la qualité, l’hygiène et la planification revêtent une importance cruciale, les pépinières rattachées aux projets sont privilégiées à cet égard, en ce sens qu’elles disposent généralement des ressources nécessaires pour investir dans plus d’intrants que le strict minimum. On n’envisagera donc ici que des modes de gestion susceptibles d’être adaptés par la suite au contexte local sans pour autant compromettre la qualité des plantules. Des suggestions d’essais en pépinière sont présentées dans l’Unité 7 («essais de multiplication»).\nS’il est vrai que certaines essences peuvent aisément être établies par semis direct sur le terrain, la plupart des essences doivent être soigneusement cultivées dans une pépinière, où les jeunes plantes peuvent être protégées et endurcies pour pouvoir survivre ensuite dans les conditions difficiles du milieu réel. Une pépinière doit toujours être implantée près d’une source d’eau fiable et dans un endroit offrant la protection nécessaire. Le terrain doit être plat et en pente douce, pour que l’eau de drainage puisse s’écouler facilement. Le sol devrait si possible être recouvert d’une couche de gravier pour étouffer les mauvaises herbes et aussi par souci de propreté.\nLa qualité des plantules sera déterminée en fonction des conditions qui prévaudront sur le site d’implantation projeté. Ainsi, les plantules destinées aux zones arides devront posséder un système racinaire profond et bien développé, capable de croître rapidement pour atteindre la nappe phréatique. En revanche, les plantules destinées aux zones humides, où la concurrence exercée par les mauvaises herbes est intense, devront avoir une croissance aérienne vigoureuse pour pouvoir supplanter ces mauvaises herbes et leur faire concurrence pour la lumière et autres ressources. Toute plantule doit, à sa sortie de la pépinière, être suffisamment forte pour pouvoir pousser rapidement dès qu’elle est repiquée.\nLes plantules de qualité :\npossèdent un système racinaire bien développé et produisent vite de nouvelles racines peuvent s’ancrer dans le sol rapidement et assimiler et croître dès qu’elles sont repiquées\n1 La note de cours qui suit est tirée de: Simons AJ and Beniest J (eds.) – Introduction to Tree Domestication. World Agroforestry Centre, Nairobi (en cours de préparation)\nont un feuillage adapté à l’ensoleillement ont un rapport équilibré pousses/racines possèdent de bonnes réserves de glucides sont renforcées par des inoculations adéquates de mycorhizes ou de rhizobium si nécessaire\nLa production de plantules de qualité dans les pépinières est soumise à l’influence d’un certain nombre de facteurs : manipulation, conteneurs, substrat, engrais, hygiène, milieu environnant, gestion du temps, étiquetage et enregistrement des données.\nGermination des graines et manipulation des plantules\nLa plupart des graines orthodoxes sont dormantes jusqu’à ce qu’elles entrent en contact avec une humidité suffisamment élevée pour que commence le processus de germination. Certaines graines doivent subir un traitement particulier pour lever la dormance ou pour accélérer et synchroniser la germination. Il suffit généralement de faire tremper les graines une nuit dans de l’eau tiède ou fraîche pour déclencher le processus de germination. Un traitement spécial, tel que la pratique d’une entaille ou le refroidissement peut s’avérer nécessaire. Des instructions à ce sujet figurent généralement sur les sachets de graines. Des expériences sont parfois nécessaires pour les espèces inconnues.\nLes plantules doivent être manipulées le moins possible durant leur séjour en pépinière. La pratique communément suivie, qui consiste à faire germer les graines dans un lit de semences pour les dépiquer ensuite ne doit pas être encouragée parce qu’elle peut entraîner des déformations considérables des racines. Il vaut mieux placer directement les graines dans des conteneurs. Si l’on\nLa première photographie montre deux plantes aux racines déformées (à gauche) par suite d’une mauvaise croissance dans la pépinière. L’autre plante (à droite) possède un système racinaire bien développé. La deuxième photographie montre plusieurs exemples de déformations des racines de jeunes plantules cultivées en pots en pépinière.\ns’attend à une germination difficile, on peut placer deux ou trois graines par conteneur. Si le dépiquage est inévitable, par exemple si l’on n’a en sa possession qu’une poignée de graines extrêmement précieuses ou si la graine est très petite et doit être plantée dans un lit de semences fin (par exemple, Eucalyptus Alnus), il faut que le dépiquage ait lieu le plus tôt possible et qu’il soit effectué soigneusement pour ne pas endommager la jeune plantule et pour éviter de malmener ou de surexposer les racines. De même, s’il faut transférer de jeunes plantules dans de plus grands conteneurs, il faut prendre grand soin d’éviter d’endommager ou de plier les racines.\nIl est également déconseillé de déplacer des plantules de l’ombre au soleil. Mieux vaut réduire graduellement l’ombrage, pour que les plantules puissent rester à la même place. Le cernage des racines est indispensable si les plantules sont déposées à même le sol. La méthode recommandée consiste à sectionner les racines à l’aide d’un fil de fer que l’on tire transversalement le long de la plate-bande de la pépinière. Comme il y a souvent beaucoup de travail dans une pépinière, le cernage des racines est parfois négligé et l’on aboutit alors à des plantes trop profondément enracinées dans le sol. Ces plantes souffrent gravement lorsqu’elles sont arrachées et il est fréquent qu’elles ne parviennent pas à survivre une fois repiquées au champ.\nPour éviter ce problème, on utilisera si possible des lits de semis ou des châssis surélevés, sur lesquels on placera les conteneurs. L’utilisation de lits surélevés a en outre pour avantage d’améliorer le drainage et la circulation de l’air entre les plantules et de réduire l’incidence des maladies et des ravageurs en milieu humide. En milieu sec, il est bon d’expérimenter pour voir si le recours à des lits surélevés est avantageux ou non pour l’espèce considérée ou si, au contraire, il vaut mieux utiliser des lits surbaissés ou placer une feuille de plastique sous les plantes pour conserver l’eau et empêcher les racines de s’enfoncer dans le sol.\nLe transport des plantules est une tâche délicate trop souvent bâclée et donc source de pertes. Si les racines sont à nu, il convient de les envelopper soigneusement dans du papier, des chiffons ou des feuilles humides. Si les plantules sont transportées dans des conteneurs, il faut veiller à ne pas serrer les pots au point de les écraser. Les cageaux utilisés pour le transport du pain ou des boissons non alcoolisées conviennent parfaitement et, si les plantules sont toutes petites, on peut les empiler sans dommage. Il convient de maintenir les plantules en position verticale et sous une bâche humide pour les empêcher de sécher. Si le repiquage ne peut se faire immédiatement, il faut garder les plantules à l’ombre et les planter dans les jours qui suivent.\nLes arbres sont souvent produits sous la forme de plantules en pots. Il existe différents types de conteneurs, de diverses formes, dimensions et matériaux (polystyrène, polyéthylène, fibre ou papier). De nouvelles formes et de nouveaux matériaux sont sans cesse mis au point et testés. On choisira le conteneur en fonction de la plante, de sa destination finale et de sa taille. Les dimensions du conteneur devront aussi tenir compte de la nature du substrat utilisé et du calendrier de fertilisation. Les espèces à long cycle de croissance sont généralement cultivées dans de grands pots, à moins qu’on ne puisse leur apporter de l’engrais fréquemment.\nDifférents types de dispositifs antivrilles pour prévenir les déformations des racines des plantules\nCurieusement, malgré des dizaines d’années de recherches sur les espèces tempérées, on ne sait toujours pas de manière décisive quels sont les effets à long terme des conteneurs utilisés ; on ignore toujours, par exemple, quels sont les conteneurs idéals pour les espèces à forte racine pivotante (Landis et al., 1993).\nDans les régions tropicales, les conteneurs les plus communément employés sont les sacs de polythène, qui existent dans différentes dimensions. Ces sacs sont généralement fabriqués sur\nplace et on peut se les procurer facilement et à bas prix. L’un des inconvénients majeurs est que les racines risquent de se développer en spirale dès qu’elles atteignent la surface lisse des pots. Les conséquences pour les plantes ne sont pas négligeables : croissance entravée, faible résistance au stress, sensibilité aux coups de vent et, à l’extrême, nécrose apicale due à l’enchevêtrement des racines.\nUne solution moderne pour les programmes de domestication des ligneux est l’emploi de dispositifs antivrilles, qui sont des conteneurs rigides recouverts sur leur face intérieure de rainures verticales qui dirigent les racines vers le bas, les empêchant ainsi de se développer en spirale. Les dispositifs antivrilles sont percés au fond d’un large orifice qui permet de cerner les racines exposées si les conteneurs sont placés sur des châssis surélevés.\nLes conteneurs de fabrication locale (boîtes de lait usagées en carton, morceaux de bambou, feuilles de bananier enroulées) conviennent à la production de ligneux en plein champ. Toutefois, ils ne sont pas assez résistants pour les plantules qui doivent séjourner plus longtemps dans la pépinière, en particulier les arbres fruitiers qui ont été greffés.\nLe substrat est un intrant essentiel dans la multiplication des plantules. Son importance ne doit pas être sous-estimée. Le substrat apporte à la plantule les éléments nutritifs, l’eau et l’air qui sont indispensables à son développement. Il contient aussi des microorganismes utiles à la plantule. Un substrat médiocre peut être à l’origine de déformations des racines, d’attaques par les agents pathogènes et de retards de croissance.\nLes propriétés des substrats qui influent sur la croissance des plantules sont les suivantes :\n- capacité de rétention en eau\n- densité apparente\n- acidité (pH)\n- pouvoir tampon ou capacité d’échange cationique (CEC)\n- présence de souches de rhizobiums ou de mycorhizes\nLa porosité et la capacité de rétention en eau sont liées. Un substrat doit pouvoir retenir assez d’eau, mais pas trop, pour assurer le bon développement de la plantule et une bonne croissance des racines. Il doit aussi être suffisamment poreux pour permettre un bonne circulation des gaz dans la rhizosphère. La hauteur du conteneur influe sur la capacité de rétention en eau du substrat. Les conteneurs peu profonds favorisent l’engorgement par l’eau, parce qu’ils ont une capacité de rétention supérieure.\nEncadré 1 : Démonstrations en classe\nLa hauteur du conteneur influe sur la capacité de rétention d’eau. Ceci peut être démontré à l’aide d’une éponge ordinaire. On saturera une éponge que l’on tiendra horizontalement au-dessus d’un plateau. Lorsque l’éponge cesse de goutter, on la retournera sur le côté, et elle recommencera à goutter. Lorsque l’éponge cesse à nouveau de goutter, on la retournera sur le petit côté, et elle recommencera à goutter. Ainsi donc, chaque fois que la colonne d’eau augmente dans l’éponge, la quantité d’eau que l’éponge peut retenir décroît. En d’autres termes, un substrat placé dans un conteneur plus profond retient proportionnellement moins d’eau que le même substrat placé dans un conteneur peu profond. Ceci explique pourquoi les sols locaux, lorsqu’ils sont mis en conteneur, sont souvent engorgés : leur épaisseur est passée de quelques mètres à quelques centimètres.\nDans certains endroits, les sols locaux ne sont pas bons pour la production de plantules, surtout s’ils contiennent de grandes quantités d’argile, ce qui facilite leur engorgement et les alourdit au point de les rendre trop difficiles à transporter. D’autre part, les sols locaux sont souvent carencés en éléments nutritifs. Pour alléger le substrat, on peut y ajouter soit de la matière organique (fumier, compost, balles de riz, résidus végétaux) soit de la matière minérale (sable ou vermiculite). On choisira les matières à utiliser, et en quelle quantité, en fonction des conditions locales, de la disponibilité de ces matières et des besoins de l’espèce que l’on cultive. De simples essais suffiront à déterminer ces paramètres.\nSi l’on utilise un substrat riche en matières organiques, par exemple un sol forestier vierge ou un compost, la fertilisation n’est généralement pas nécessaire durant le séjour de la plantule en pépinière. La fertilisation ne devient nécessaire que si l’on utilise un substrat sans sol ou pauvre, ou si l’on cultive des espèces ayant de plus grandes exigences nutritives ou qui doivent séjourner plus longtemps dans la pépinière. Il faut savoir reconnaître les symptômes les plus courants des carences nutritionnelles. Outre les macroéléments dont la plante a besoin en grandes quantités (N, P, K, Ca, Mg, S), il existe des oligoéléments dont la plante a aussi besoin, en moindres quantités,\nparce qu’ils jouent un rôle important dans son métabolisme (Fe, Mn, B, Cu, Cl, Zn, Mo). Le tableau qui suit décrit quelques-uns des symptômes les plus courants associés aux carences en macroéléments. Les carences en oligoéléments sont plus rares, car les substrats les plus communs en contiennent généralement en concentrations suffisantes.\nEn milieu rural, il est assez facile de se procurer de la matière organique pour la fertilisation des sols. Toutefois, la qualité et les éléments nutritifs de cette matière organique dépendent largement de sa provenance, à savoir l’alimentation animale dans le cas du fumier et les plantes utilisées dans le cas du compost. Les engrais organiques ne fournissent pas seulement des éléments nutritifs. Ils conditionnent en outre le sol et améliorent l’aération et la capacité de rétention en eau du substrat.\nTableau 1 : Eléments nutritifs des plantes et symptômes de carences nutritionnelles\nSymptômes de carences les plus communs\nLes vieilles feuilles jaunissent, la croissance de la plante est retardée, les feuilles sont petites. Attention : trop d’azote entraîne une croissance excessive des plantes, qui sont alors particulièrement exposées aux maladies.\nComposante essentielle des aminoacides et des protéines.\nLa plante est petite et à port érigé, les tiges sont minces et la croissance est lente. Les feuilles sont d’un gris-vert sale ou rouges- violacées.\nFournit de l’énergie (ATP). Facilite le transport des assimilats pendant la photosynthèse. Joue un rôle important dans le mûrissement des fruits.\nLes vieilles feuilles présentent des bords chlorosés puis nécrosés. Les jeunes feuilles restent petites.\nContribue à entretenir la turgescence des cellules, la circulation de la sève dans le phloème, la croissance des cellules et le développement de leurs parois (une carence en potassium expose la plante aux ravageurs du fait de l’affaiblissement des parois cellulaires).\nLa carence n’est souvent visible que parce qu’elle se manifeste par un retard de croissance.\nStabilise les membranes et les parois cellulaires. Interagit avec les hormones végétales. Le calcium n’est pas du tout mobile et ne peut être absorbé que par des racines jeunes et non lignifiées.\nLes vieilles feuilles sont chlorotiques à partir du milieu ou entre les nervures. Elles sont rarement nécrosées. Les feuilles, d’une couleur jaune-orange, tombent prématurément.\nComposante de la chlorophylle. Une carence en magnésium entrave la photosynthèse. Lie l’ATP aux enzymes. Joue un rôle important dans la synthèse des protéines.\nLes symptômes sont analogues à ceux d’une carence en azote, mais ils n’apparaissent tout d’abord que sur les jeunes feuilles.\nComposant des huiles éthérées, de la vitamine B, de la vitamine H et des aminoacides. Joue un rôle important dans la synthèse des protéines.\nLes engrais minéraux sont moins disponibles et plus coûteux que les engrais organiques. Cependant, ils présentent des avantages. D’une part, ils agissent rapidement et, d’autre part, leur contenu en éléments nutritifs est normalisé. Ils sont donc recommandés pour les travaux de recherche. Les engrais minéraux les plus communément employés pour la production de plantules sont à base d’azote, de phosphore et de potassium. Les valeurs numériques indiquées (par exemple, NPK 17-17-17) correspondent à la quantité d’ éléments nutritifs en %. S’il faut intervenir rapidement, en cas de carence en oligoéléments par exemple, on peut appliquer un engrais foliaire directement sur les feuilles des plantules. Les engrais foliaires sont spécialement conçus pour permettre à la cuticule d’absorber les éléments nutritifs. Les engrais NPK de type courant ne peuvent pas être employés comme engrais foliaires. Toutefois, ils peuvent être dissous et ajoutés à l’eau d’irrigation.\nHygiène de la pépinière\nToute pépinière rencontre, tôt ou tard, des problèmes phytosanitaires. Plutôt que de compter sur les pesticides pour résoudre ces problèmes, mieux vaut prendre des mesures préventives pour minimiser les dégâts. Deux types de facteurs influent sur la santé des plantes :\n- des températures trop basses ou trop élevées\n- la sécheresse ou l’excès d’eau\n- les dommages causés par les substances chimiques\n- les dommages causés par les phénomènes physiques (vents forts, pluies, etc.)\ntous les organismes biologiques qui entravent la croissance de la plante (bactéries, virus, viroïdes, phytoplasmes, champignons, insectes, acariens, nématodes, mauvaises herbes, phanérogames parasites, oiseaux et mammifères)\nLes dommages résultant de facteurs abiotiques peuvent aisément être réduits par une bonne manipulation des plantules, une conception rationnelle de la pépinière et de bonnes infrastructures. Un ombrage et un arrosage appropriés, ainsi qu’une protection adéquate contre la sécheresse et le gel, sont importants et font partie d’une bonne gestion de la pépinière. Les facteurs biotiques peuvent être maîtrisés par la lutte phytosanitaire. De bonnes conditions d’hygiène permettent de faire échec aux ravageurs et aux maladies :\nDésherber les alentours de la pépinière. En effet, bon nombre d’espèces végétales peuvent devenir hôtes de ravageurs susceptibles d’attaquer la pépinière. Par mesure de précaution, on choisira avec soin les plantes ornementales, les plantes d’ombrage, les haies et les brise- vent dans la pépinière et sur son pourtour, car elles aussi peuvent devenir hôtes de ravageurs tels que les nématodes.\nStériliser le substrat à la vapeur, si nécessaire, parce qu’il peut abriter des agents pathogènes. On pourra fabriquer un stérilisateur à vapeur sans grande difficulté à partir d’un vieux baril d’huile bien nettoyé.\nStériliser les conteneurs et les graines superficiellement en les plongeant pendant 12 à 24 heures dans une solution d’eau de javel à 10 %.\nCe n’est que si ces mesures de prévention s’avèrent insuffisantes qu’il convient d’envisager l’usage de pesticides. On ne comptera jamais sur un seul produit chimique car son usage pourrait,\nà la longue, entraîner une résistance. On alternera entre deux ou trois produits. Au lieu de pesticides\nsynthétiques, on pourra soit ôter les parties malades de la plante et enlever les ravageurs, soit utiliser des pesticides de fabrication locale (tabac, piments rouges, margousier ou extraits de pyrèthre). Si l’on n’est pas sûr de la nature d’une maladie ou d’un ravageur, il convient de prélever des échantillons et de prendre des photos en vue de consulter les experts de la localité ou les services de vulgarisation agricole et horticole. Les plantes malades doivent être brûlées en même temps que leur substrat et ne doivent jamais être incorporées au compost.\nLa croissance des plantules est affectée par les conditions ambiantes tant au-dessus du sol (humidité, dioxyde de carbone, température et lumière) qu’au-dessous du sol (eau et nutriments minéraux). La croissance de la plante peut aussi être influencée par des organismes bénéfiques ou préjudiciables. Les jeunes plantules ont besoin d’un environnement protégé. Un ombrage suffisant, sans être excessif, est nécessaire pour assurer le développement d’une plante saine. Si possible, on installera un filet pour que l’ombre soit uniforme. On pourra aussi utiliser des matériaux locaux, comme par exemple du chaume provenant d’herbes ou de feuilles de bananier. Toutefois, le chaume peut abriter des ravageurs et des maladies ; il faudra donc le remplacer fréquemment. A mesure que les plantules grandissent, il leur faut davantage de lumière. On installera donc le filet de manière qu’on puisse l’enlever facilement et progressivement, plutôt que de déplacer les plantules vers la lumière. Dans les pays tropicaux, il importe de placer les lits et les filets dans le sens Nord-Sud pour que les plantules puissent être ensoleillées le matin et le soir tout en étant protégées du soleil au milieu de la journée. L’arrosage doit être adapté aux besoins de la plante. L’eau fait souvent défaut, d’où la tendance\nà trop arroser lorsque de l’eau est disponible. Or trop d’eau peut être tout aussi nuisible pour la plante que pas assez, provoquant l’engorgement et suffocant les racines. Vers la fin de leur séjour en pépinière, les plantules doivent être endurcies ; on réduira donc l’arrosage. A ce stade, un léger flétrissement n’est pas préjudiciable à la plante mais est au contraire nécessaire à son futur développement.\nLes boutures et les plantes greffées ont besoin que l’air soit très humide pour empêcher qu’elles ne se dessèchent pendant que les racines se forment et que la greffe prend. On peut construire, sans trop de complications, des abris en matière plastique ou des serres. Ces structures doivent toujours être bien ombragées et ventilées pour éviter que les plantes ne soient endommagées par la chaleur.\nIl faut planifier le travail dans la pépinière pour éviter de mauvaises surprises. Les semences et les fournitures doivent être à portée de la main en temps voulu pour que les plantules puissent être apprêtées en respectant les délais fixés. Il faut aussi prévoir du temps supplémentaire pour le cas où il faudrait répéter le processus de germination, en cas d’échec. Le temps alloué à l’endurcissement des plantules ne doit pas être trop court pour éviter les pertes superflues sur le terrain. Les plantules ne doivent jamais rester dans la pépinière durant plus d’une saison. En effet, les plantules trop développées perdent de leur vigueur et ne pousseront pas bien sur le terrain. Si l’on pressent qu’il ne sera pas possible de planter à la date prévue en raison de mauvaises conditions météorologiques ou pour d’autres raisons, on envisagera de ressemer plutôt que de conserver les plantules trop développées pour la saison suivante. La croissance de la plantule ne peut être manipulée que dans une très faible mesure, en diminuant l’arrosage pour la ralentir ou en ajoutant de l’engrais pour l’accélérer. Une planification lucide est donc essentielle pour le succès de la campagne en pépinière. La tenue d’un calendrier des travaux et d’un inventaire est un bon outil de gestion.\nEncadré 2 : Exemple de calendrier des travaux dans la pépinière A Muguga (Kenya), la meilleure saison pour planter se situe entre le 1er avril et le 15 mai. Le chercheur veut installer des essais de Leucaena en utilisant des plantules d’environ 20 cm, vers le 15 avril. Le gérant de la pépinière a calculé comme suit les besoins du chercheur (Jaenicke, 1999) :\nla germination au repiquage Nombre de jours de\nl’ensemencement à la germination Marge de sécurité en cas de mauvaise\ngermination ou de fonte des semis Nombre total de jours nécessaires\nDate de l’ensemencement\nEncadré 3 : Exemple de calcul\nPour 10 000 plantules en conteneurs de 10 cm x 15 cm, il faut :\nSemences : Cette variable dépend du pourcentage de germination (G), de l’élimination sélective des plantules pour variation (C), et des pertes (L). On suppose que G = 75 %, C = 10 % et L = 15 %. Pour 10 000 plantules (S), il faut ajouter :\npour échec de germination (GF) : Sx100/G 10 000x100/75 = 13 333 pour élimination sélective lors du repiquage (CT) : GFx(100+C)/100\n13 333x(100+10)/100 = 14 666\npour les remplacements lors de la plantation au champ (RO) : CTx(100+L)/100\n14 666x(100+15)/100 = 16 866\nLe nombre total de semences nécessaire pour chaque espèce est de 16 866. Il faut donc prévoir 0,85 kg d’une espèce ayant 20 000 semences/kg (par ex ., Leucaena leucocephala), 0,65 kg d’une espèce ayant 26 000 semences/kg (par ex., L. diversifolia) et 0,5 kg d’une espèce ayant 34 000 semences/kg (par ex., L. trichandra).\nEspace : Chaque conteneur, lorsqu’il est plein, occupe environ 7 cm x 7 cm, soit approximativement 50 cm². Or 10 000 x 50 cm² = 500 000 cm² ou 50 m². Si le lit a une largeur de 1,5 m, il s’ensuit qu’il doit avoir une longueur de 33 m. A supposer que l’on sépare les plantules en lots pour pouvoir les manipuler plus facilement, alors il faut que la longueur du lit soit d’environ 35 m.\nSubstrat : Chaque conteneur peut contenir environ 0,4 litre de substrat. 0,4 l x 10 000 = 4 000 l (soit 200 seaux d’une capacité de 20 litres chacun ou encore 80 brouettées). Une camionnette peut transporter environ une tonne de substrat. Il faudra donc prévoir quatre chargements.\nEau : La quantité d’eau nécessaire dépend de la taille des plantules. En gros, pour 1 000 plantules en conteneurs de 0,4 à 0,5 litre, il faut prévoir entre 75 et 95 litres d’eau par semaine (Landis et al., 1994). Donc, pour 10 000 plantules il faudra prévoir entre 750 et 950 litres d’eau par semaine. On notera toutefois que ces calculs s’appliquent à des cultures en serre. Pour des cultures à l’air libre en région tropicale il faudra prévoir environ 20 % de plus. Dans ce cas, il faudra donc entre 900 et 1 050 litres d’eau, ce qui représente entre 60 et 70 arrosoirs de 15 litres par semaine.\nEtiquetage et archivage\nUn bon étiquetage et la tenue d’archives sont nécessaires pour pouvoir suivre les différentes espèces cultivées et le nombre de lots de plantules produits. Ceci est particulièrement important lorsque plusieurs provenances ou cultivars de la même espèce sont présents dans la pépinière. Le minimum de renseignements à consigner est le suivant :\nNom et provenance de l’espèce, et source des semences (collection personnelle ou nom du fournisseur) Date d’ensemencement Nombre ou quantité (en g) de semences Milieu et conditions de germination (lit de semences, enceinte chauffée, sable, etc.) Pourcentage de germination (ou nombre de plantules produites) Date du dépiquage (si celui-ci est inévitable) Type et taille des conteneurs Nature du substrat Tout traitement appliqué durant le séjour en pépinière – engrais (quand, quel type, quelle quantité), ombrage (densité), lutte contre les ravageurs et les maladies (quand, contre quel ravageur ou contre quelle maladie, méthode employée, nom du produit, concentration) Date et nombre de plantules arrachées et motif (maladie, dégâts, défaut, etc.) Date et nombre de plantules prélevées (à des fins expérimentales ou pour être vendues, plantées ou données)\nLa tenue d’un registre de pépinière peut suffire. Toutefois, on notera que divers systèmes informatisés ont été mis au point et qu’ils sont plus commodes si l’on produit un grand nombre de lots. Un numéro de série doit être assigné à chaque lot de plantules lors de l’ensemencement et doit rester en vigueur jusqu’à ce que la dernière plantule du lot ait quitté la pépinière (Wightman, 1999).\nDans tout programme de domestication de ligneux, une partie des activités vise à mettre au point des protocoles d’expérimentation pour la multiplication des nouvelles espèces. C’est pourquoi il importe de mener systématiquement un petit nombre d’expériences courantes pour comprendre les principaux besoins de l’espèce considérée. Il faudra surveiller en particulier :\nles besoins en matière de germination (traitements préalables) les besoins de temps (temps à prévoir jusqu’à la germination, puis jusqu’à la plantation) la nécessité éventuelle d’une inoculation de mycorhizes ou de rhizobiums les spécifications du substrat et les besoins en engrais\nle besoin d’ombre\nle recours éventuel à des dispositifs antivrilles\nl’incidence des ravageurs et des maladies\nDe simples essais factoriels ou en split-plot peuvent être conçus pour tester différentes hypothèses. Il ne faudra jamais oublier de noter les conditions dont ont bénéficié, dans la pépinière, les plantules destinées à faire l’objet d’essais sur le terrain.\nD’autres suggestions sont présentées dans l’Unité 7 «Essais de multiplication».\nOn vient de voir quelle était la conception optimale d’une pépinière et sa gestion idéale pour assurer la production de plantules de qualité. Il est cependant inévitable que surgissent des problèmes. Le tableau 2 à la page suivante contient une liste de problèmes courants susceptibles de pervertir le développement de la plante et propose des moyens d’y remédier. Certains des remèdes proposés sembleront peut-être hors de portée des petits exploitants agricoles ; néanmoins, aucun effort ne doit être épargné pour donner aux jeunes plantules les meilleures chances de survie possibles.\nJaenicke H. 1999. Good tree nursery practices. Research nurseries. Nairobi: ICRAF, 83 pp. Landis TD, Tinus RW, McDonald SE and Barnett JP. 1993. Nursery planning, Development, and Management, Vol. 1, The Container Tree Nursery Manual. Agric. Handbook. 674. Washington DC: Department of Agriculture, Forest Service. Wightman KE. 1999. Good tree nursery practices – practical guidelines for cummunity nurseries. Nairobi: ICRAF, 85 pp.\nTableau 2 : Causes d’un mauvais développement de la plante et solutions possibles\nCauses d’un mauvais\nVariabilité génétique du matériel végétal\n- prélever le matériel génétique sur des arbres sélectionnés présentant une expression très marquée des caractères recherchés\n- sur le matériel cloné, aucune variation génétique n’est censée apparaître, sauf en cas de mutation\nMauvaise qualité du matériel génétique\n- se procurer les semences auprès d’un fournisseur fiable\n- assurer un stockage approprié\n- sur le matériel cloné, les différences d’un clone à l’autre peuvent être supérieures à 100 % en matière de potentiel d’enracinement et vigueur\nDéformations des racines (croissance en spirale et racines tordues) résultant du dépiquage ou du conteneur utilisé\n- faire un trou assez grand pour dépiquer la plantule sans difficulté\n- semer directement pour ne pas avoir à dépiquer la plante\n- utiliser des dispositifs antivrille\n- protéger les jeunes plantes de la lumière solaire directe en prévoyant une ombre légère\n- ramener progressivement l’ombre de 40-50 % à 30 % avant de mettre les plantes à l’air libre pour les endurcir\n- planter à faible densité pour que la lumière puisse pénétrer dans les lits de semences\n- arroser tôt le matin ou tard le soir pour ne pas brûler les plantes\n- arroser le substrat dans les pots et ne pas arroser les feuilles\n- utiliser un jet d’eau ou veiller à ce que la pression soit suffisamment basse pour ne pas rejeter la terre hors du pot\n- veiller au bon drainage des conteneurs\n- classer les plantes de la pépinière en trois catégories : 1ère qualité, 2ème qualité et rebuts\n- ne planter et ne distribuer que les plantes de 1ère ou 2ème qualité et veiller à ce que les rebuts soient dûment éliminés\nJohan Desaeger—World Agroforestry Centre\nToute leur vie durant, les arbres peuvent souffrir d’un grand nombre de maladies et d’attaques de ravageurs. Dans les tous premiers stades de la croissance, il est vital de les tenir à l’écart. Une plantule maladive n’atteindra que rarement le stade de croissance et le potentiel de ses homologues en bonne santé. La présence de ravageurs et de maladies dans la pépinière peut aussi conduire à éliminer en masse les plantules affectées, ce qui constitue une perte de temps, d’énergie et d’argent. La gestion des ravageurs et des maladies doit donc être considérée, tant du point de vue expérimental que du point de vue économique, comme faisant partie intégrante d’une bonne gestion de la pépinière.\nL’identification des troubles de la plante est un domaine très spécialisé exigeant une grande expérience. Différents agents pathogènes peuvent être à l’origine de symptômes analogues. Il est donc parfois nécessaire de prélever des échantillons de plantes et de sol et, si possible, de l’agent responsable et de les envoyer à des spécialistes dans le domaine de l’entomologie, la nématologie ou la phytopathologie. Souvent, le problème est facile à identifier, auquel cas l’intervention d’un spécialiste n’est pas nécessaire. Le tableau qui suit aidera les gérants de pépinières à identifier quelques-uns des problèmes phytosanitaires courants au niveau de la pépinière et à les atténuer à l’aide des remèdes proposés.\nTableau 3 : Problèmes phytosanitaires causés par les champignons\nFonte des semis (Pythium spp., Rhizoctonia solani, Fusarium spp. et autres)\nSymptômes généraux : chlorose, flétrissement, constriction de la tige et pourriture des racines.\nCulturale : on créera des conditions qui ne sont pas favorables au développement de la maladie (bon drainage, mélanges terreux appropriés, moins de matière organique, densité réduite, ensemencement peu profond).\nPré-levée : les semences ou les plantules sont tuées avant la levée. Le problème est difficile à diagnostiquer à ce stade. Un taux de germination faible peut être une indication.\nPost-levée : peu de temps après la\ngermination, les jeunes plantules sont\ninfectées à la base de la tige ou juste au-\ndessous, ce qui provoque la constriction,\nl’affaissement et enfin la mort de la\nplantule. Dans le lit de la pépinière, les\nplantules malades s’effondrent si l’on passe\nla main dessus, tandis que les plantules\nsaines se redressent.\nChimique : on\ndésinfectera le sol de la\npépinière avec des\nhomologués à cet effet.\nOn laissera le sol couvert\npendant 24 heures pour\néviter la volatilisation de\ngaz toxiques et on laissera\nles sols s’aérer pendant\n48 heures avant de semer.\nFonte des semis tardive : ce phénomène\npeut se produire des semaines, voire des\nmois, après la levée. La chlorose des\nfeuilles et le flétrissement du bourgeon\nterminal résultent de la mort des racines.\nLe diagnostique est difficile à établir dans\nla mesure où d’autres agents pathogènes\nou d’autres conditions environnementales\npeuvent induire des symptômes analogues.\nThermique : on chauffera\nle sol pendant deux\nheures à 60°C avant de\nBiologique : la lutte\nbiologique n’est guère\norganismes présents dans\nle sol (par exemple, les\néviter la fonte des semis.\nPourriture des racines de la plantule ou de\nla bouture dans la pépinière.\nTremper les boutures dans\nune solution fongicide.\nMaladie cryptogamique transportée par\nl’air qui recouvre les feuilles d’une fine\nEnlever et brûler les\nplantules affectées ainsi\nque les feuilles des\nplantes plus âgées pour\nempêcher que la maladie\nCommune chez les arbres fruitiers (par\nexemple, Prunus africana)\nAppliquer des fongicides.\nl’air qui se traduit par des feuilles\nbouclées et l’apparition de cloques à\nProcéder comme pour\nChampignon qui croît sur les excréments\ndes aphides (miellat) déposant une\nmoisissure noire sur les feuilles qui\nprennent un aspect bouclé. Ce\nchampignon est associé aux aphides ou à\nd’autres insectes suceurs. Les fourmis\nsucent ces insectes pour le miellat qu’ils\nLutter contre les aphides\net autres insectes suceurs\nLes nématodes sont des vers microscopiques. Ils sont parmi les organismes les plus abondants dans le sol. Ils sont pour la plupart inoffensifs mais certains sont des phytoparasites et peuvent occasionner de lourdes pertes de rendement et une baisse de la qualité.\nLes nématodes sont bien connus en tant que fléau des cultures. Leurs effets sur les arbres sont moins bien connus, à l’exception de quelques essences forestières ou arbres fruitiers ayant une valeur commerciale. Le sol est un milieu privilégié pour la propagation des nématodes ; si le substrat utilisé pour la multiplication végétative (bouturage, marcottage, etc.) est infesté, les nématodes seront transférés dans les champs lors de la plantation. Certaines essences ou provenances sont résistantes à certains types de nématodes. On pourra donc s’en servir comme souche pour celles qui y sont sensibles.\nLes nématodes à galles (Meloidogyne spp.) forment le groupe de nématodes le plus important. Leur aire de répartition est très vaste, spécialement dans les régions tropicales. La gamme de leurs hôtes est très large. Dans les régions tropicales et subtropicales les nématodes endoparasites des racines sont les plus répandus et comptent parmi les principaux agents pathogènes qui affectent les cultures.\nLes symptômes d’une infestation par les nématodes sont souvent atypiques (chlorose, flétrissement, croissance réduite, pourriture des racines) et sont souvent confondus avec les symptômes provoqués par d’autres agents pathogènes ou non pathogènes (champignons, bactéries, virus, sécheresse, niveau de fertilité du sol). Seuls les dégâts causés par le nématode à galles (Meloidogyne sp.) peuvent être facilement identifiés. Les symptômes se manifestent par l’apparition d’intumescences ou de galles sur les racines des plantes, qui ont une apparence facilement reconnaissable.\nRacines de Sesbania spp. déformées par le nématode à galles Meloidogyne spp. présent dans le sol\nLes nématodes peuvent être combattus par différentes méthodes (chimiques, culturales, physiques, biologiques).\nDifférents produits chimiques appelés «nématicides» existent sur le marché. Trois présentations sont disponibles: gazeuse (fumigation), liquide ou solide (granulés).\nLa lutte physique et culturale\nLa stérilisation du sol de la pépinière par la chaleur, sous forme de vapeur ou d’énergie solaire, est une méthode efficace pour lutter contre la plupart des nématodes parasites et pour lutter, par la même occasion, contre une foule d’autres micro-organismes indésirables présents dans le sol. Le sol humide de la pépinière est placé dans un fût et chauffé directement à la flamme. Un chauffage à 60° C pendant deux heures environ suffit.\nLa pratique de l’assolement, ou rotation des cultures, permet de maîtriser l’accroissement des populations de nématodes. On alternera avec les espèces sensibles des espèces moins sensibles voire des espèces ayant des propriétés nématicides bien connues (telles que le souci ou le neem, aussi appelé margousier, Azadirachta indica). On trouvera dans le tableau 4 ci-après une liste d’essences agroforestières 2 bien connues pour leur comportement à l’égard des nématodes à galles. Certaines de ces espèces sensibles sont des hôtes favorables, tandis que d’autres, qui sont seulement tolérantes voire résistantes, sont de mauvais hôtes.\nTableau 4 : Sensibilité des plantes-hôtes aux nématodes à galles\nTolérant ou résistant\nAcacia spp. Albizia spp. Carica papaya Cassia angustifolia Desmodium distortum Dodonaea viscosa Euphorbia balsamifera Mimosa scabrella Prosopis juliflora Samanea saman Sesbania spp. Tectona grandis Tephrosia spp.\nAnacardium occidentale Azadirachta indica Calliandra calothyrsus Senna siamea Crotalaria spp. Eucalyptus camaldulensis Grevillea robusta Leucaena leucocephala\n2 On notera que, au sein même d’une espèce, différentes provenances peuvent présenter différentes sensibilités.\nPlusieurs amendements organiques permettent de lutter efficacement contre les populations de nématodes : mélasses de canne, café, coques d’arachide, cendre de bois, fumier et poudre d’os. Les tourteaux d’oléagineux résultant de la transformation d’un certain nombre de produits (moutarde, neem, arachides, sésame, ricin) ont aussi un effet nématicide.\nUn grand nombre de prédateurs qui vivent dans le sol (acariens, protozoaires, bactéries, champignons et autres nématodes) peuvent attaquer les nématodes phytoparasites. Les amendements organiques peuvent favoriser ces prédateurs ; toutefois, on ne saurait, pour le moment, conseiller le recours à ces prédateurs comme une méthode efficace de lutte biologique.\nLes virus sont des agents pathogènes composés d’un noyau de matériel génétique enveloppé dans une substance protéique. Ils ont besoin de cellules vivantes pour se reproduire et peuvent être transmis par les insectes suceurs ou broyeurs (aphides, aleurodes, cicadelles, etc.), les nématodes, les mauvaises herbes et certaines méthodes de multiplication (bouturage, greffage). Certains virus des cultures s’attaquent aussi aux arbres.\nLes plantes malades présentent divers symptômes : mosaïque ou marbrure sur les feuilles, chlorose, rabougrissement, troubles de la croissance, lésions nécrotiques.\nLes virus sont insensibles aux produits chimiques et pesticides. Les plantes infectées doivent donc être détruites pour empêcher la maladie de se propager. Il faut veiller, lorsque l’on multiplie des plantes par voie végétative, à n’utiliser que du matériel certifié sans virus pour les souches, boutures ou greffes. Il faut en outre vérifier périodiquement que les souches-mères sont dépourvues d’infections virales en les testant par rapport à des plantes indicatrices connues. Pour éviter certaines maladies virales, on détruira leurs vecteurs (aphides, nématodes) au moyen de pesticides et l’on immergera la plante rapidement dans de l’eau chaude (environ 50°C). La micropropagation est une méthode idéale pour multiplier du matériel végétal sain.\nInsectes et aphides\nDivers insectes et aphides attaquent les ligneux en pépinière et au champ. Les dégâts qu’ils causent résultent de leurs habitudes alimentaires, qui peuvent consister à mordre et broyer (criquets, sauterelles, locustes, coléoptères, chenilles, mouches à scie, etc.), à percer et sucer (aphides, psylles, cicadelles, acariens, punaises, etc.) ou à gratter et sucer (thrips, larves, mouches des fruits, etc.).\nLe tableau 5 décrit les principaux types de dégâts causés par différents types d’insectes ou d’acariens.\nTableau 5 : Dégâts causés par les insectes et les acariens\nInsectes qui se nourrissent de racines\nLes dégâts dans la pépinière peuvent être considérables. Les vers blancs (Phyllophaga spp.) prédominent. Ils mangent les racines secondaires et écorcent la racine principale. Les plantules jaunissent, perdent leurs feuilles et meurent.\nVers gris et criquets\nLes espèces prédominantes sont Agrotis spp. et Spodoptera spp. Elles coupent les tiges des jeunes plantules et se nourrissent des feuilles et des racines.\nLes feuilles des plantules peuvent être endommagées par un grand nombre d’insectes et d’acariens.\ngrands insectes tels que\nles sauterelles, les criquets et les\nfourmis coupe-feuilles coupent de larges morceaux de feuille.\nchenilles et autres larves se nourrissent du limbe de\nlaissent les nervures intactes. Les larves noires du coléoptère du\n(Mesoplatys ochroptera) sont de grands défoliateurs qui\npeuvent empêcher l’établissement des plantules.\nchenilles enrouleuses et tisseuses enroulent une\nfeuille ou joignent plusieurs feuilles par une toile, pour se protéger tandis qu’elles s’alimentent. Des plantules de Sesbania sesban dans l’Ouest du Kenya sont parfois infestées par des pyrales (Pyralidae) ravageuses du sésame (Sesamum indicum).\net les acariens grattent les feuilles, qui se déforment,\nflétrissent et tombent.\nLes mineurs des feuilles sont des insectes broyeurs qui pénètrent le tissu intérieur de la feuille et s’en nourrissent. Les dégâts apparaissent sous la forme de cloques transparentes ou de tunnels. Ces insectes appartiennent surtout à la famille des diptères (Agromyzidae), mais ils comptent aussi des coléoptères, des lépidoptères et des guêpes.\nInsectes qui produisent des tumeurs chez la plante, surtout sur les feuilles, qui se tordent et finissent par tomber. Ces insectes appartiennent à une famille d’acariens (Eriophyidae) et à un petit nombre de familles d’insectes (cécidomyies, guêpes, mouches à scie et psylles).\nLes suceurs comprennent diverses espèces de punaises, cigales, cicadelles, aphides, psylles et cochenilles. Ils s’attaquent au feuillage et aux jeunes tiges. Outre les dégâts qu’ils causent directement, notamment en entraînant la chute des feuilles, ils peuvent aussi transmettre des virus et provoquer l’infection des feuilles par la fumagine.\nOn peut, bien entendu, enlever les grands insectes à la main et détruire les plantes malades. Toutefois, la lutte chimique à l’aide de pesticides reste la principale méthode de lutte contre les insectes et les acariens. En cas de doute, on contactera un spécialiste compétent pour appliquer le traitement qui convient.\nLarve et dégâts causés par le coléoptère Mesoplatys à de jeunes feuilles de Sesbania spp.\nAutres causes de dégâts infligés aux plantules\nLes limaces peuvent causer des dégâts semblables à ceux qui sont infligés par les insectes broyeurs et peuvent détruire des plates-bandes entières de la pépinière en un rien de temps.\nLes jeunes plantules peuvent aussi être la proie d’animaux domestiques errants, de lapins, de lézards, voire d’antilopes. Entourer les parcelles d’une clôture est une bonne idée.\nL’idéal serait de prévenir les problèmes phytosanitaires avant même qu’ils ne se manifestent. Trop souvent, cependant, peu de ressources sont allouées à la prévention, et ce n’est qu’à l’apparition des premiers dégâts que l’on se décide à engager des dépenses et à mettre en œuvre des mesures de lutte. La prévention exige, d’une part, des connaissances sur la biologie des ravageurs et des maladies et, d’autre part, des évaluations périodiques.\nUne bonne gestion de la pépinière doit tenir compte de tous les éléments ci-après. Le sol utilisé pour les lits de semences et pour la mise en pots ne doit pas seulement contenir les éléments nutritifs nécessaires et avoir une bonne structure. Il doit aussi être totalement exempt de ravageurs et de maladies telluriques. Le sol contient presque toujours des agents pathogènes (nématodes, champignons, bactéries, virus). La stérilisation du sol avant l’ensemencement est le meilleur moyen de prévenir le déclenchement de maladies véhiculées par le sol. La stérilisation par la chaleur (par exemple, la stérilisation en fût à la vapeur) est généralement plus efficace que la stérilisation chimique, bien que cette dernière n’exige pas un matériel coûteux, surtout si l’on utilise des matières à l’état solide (granulés). Une stérilisation plus poussée est généralement requise pour la lutte contre les cryptogames, plus que pour la lutte contre les nématodes. Un simple chauffage du sol en fût pendant plusieurs heures permet généralement de venir à bout des nématodes phytoparasites. Les maladies cryptogamiques sont en grande partie causées par les conditions du milieu et sont donc difficilement prévisibles. Les nématodes sont beaucoup plus influencés par la sensibilité de l’hôte. Si l’on soupçonne que le sol d’une pépinière est infesté de nématodes, on installera des plantes-hôtes bien connues de ces nématodes pour évaluer la possibilité d’un éventuel problème et décider, en connaissance de cause, d’effectuer un traitement préventif.\nPour éviter une forte concentration de parasites, en particulier de nématodes, on pourra pratiquer la rotation des lits de semences, tout comme on pratique la rotation des cultures. Cette pratique bon marché pourra s’avérer utile pour remplacer ou compléter la stérilisation du sol. Un plan de rotation devrait être établi pour tous les lits de semences, compte tenu de la sensibilité de la plante-hôte aux nématodes : sensible mauvais hôte mauvais hôte non-hôte ou résistant sensible. Il faut pour cela connaître la sensibilité ou la résistance des ligneux aux nématodes, ce qui n’est pas toujours le cas.\nPour protéger les lits de semences, ou plates-bandes, on peut mélanger des plantes et plantules ayant des propriétés pesticides. Par exemple, on pourra mélanger des soucis (Tagetes spp.) et du sésame (Sesamum indicum) avec des plantes sensibles aux nématodes à galles pour réduire l’infestation de ces dernières, probablement grâce à des exsudats racinaires nématicides. Les soucis repoussent en outre de nombreux insectes, tels que les fourmis et les termites.\nPour protéger le matériel végétal des maladies transmises par le sol, on peut aussi faire tremper les semences, et plonger les boutures et les plantules dont les racines sont à nu, dans une solution fongicide ou nématicide, comme par exemple de l’eau de javel à 10 %. Le traitement des semences exige en général un matériel spécial, bien que dans certains cas un simple trempage du matériel végétal suffise.\nPour éloigner les insectes et les mammifères du matériel de plantation, on peut utiliser des appâts et des pièges, empoisonnés au besoin. Les vers gris sont attirés par la mélasse, les aleurodes par les surfaces jaunes. Pour piéger les chenilles légionnaires et autres chenilles processionnaires, il suffit de creuser une tranchée d’environ 60 cm de large et 45 cm de profondeur le long des plates-bandes. Pour tuer les chenilles qui s’avancent, il suffit de rouler dessus une bille de bois ou de remplir la tranchée de paille et d’y mettre le feu.\nIl est bon d’enlever et de brûler la matière végétale infestée, notamment les racines infestées de nématodes ainsi que les plantes et les feuilles malades, pour détruire autant que possible leur potentiel d’inoculation et réduire les chances que le problème ne se représente. Même les plantes qui étaient infestées mais qui ont récupéré depuis devraient être enlevées. Les populations d’agents pathogènes, bien que décimées, seront toujours présentes et attendront le moment propice pour revenir en force. D’une manière générale, il est recommandé d’enlever toute la matière végétale et toutes les feuilles qui jonchent la surface du sol ainsi que les feuilles les plus vieilles situées à la base de la tige des plantes et ceci exige une vigilance de tous les instants dans la pépinière.\nBien gérer les plates-bandes est l’un des aspects les plus importants de la lutte phytosanitaire par les façons culturales. Puisque les plantules sont plus particulièrement exposées au agents pathogènes pendant et après la levée, toute mesure qui tend à réduire cette période dangereuse ou qui influe sur l’environnement au détriment des agents pathogènes est bénéfique pour la plante. C’est ainsi qu’on peut ajuster la profondeur de semis, en fonction de la nature du sol et de l’humidité, de manière à raccourcir la période de levée et réduire ainsi les risques de fonte des semis. La fréquence et le débit de l’arrosage, le drainage et la ventilation peuvent être ajustés de façon à réduire les risques de ravageurs et de maladies. Un bon emplacement du site, une densité de peuplement optimale et un désherbage régulier contribuent aussi à créer des conditions idéales pour la croissance de la plante, réduisant ainsi les risques de voir apparaître quantité de ravageurs et de maladies.\nDans la pépinière, la lutte contre les ravageurs et les maladies est toujours largement tributaire des pesticides, que l’on peut se procurer facilement et qui ont un effet immédiat.\nLa lutte biologique est donc de peu d’utilité dans la pratique, malgré l’importance des recherches dans ce domaine, et n’a guère été commercialisée jusqu’à présent. Cela dit, il faut se rappeler que bien des insectes ne sont pas des ravageurs mais sont en fait bénéfiques et qu’ils peuvent contribuer à la lutte contre les insectes réellement nuisibles (par exemple, les coccinelles\nsont des prédateurs des aphides). Lorsque l’on choisit un produit chimique pour lutter contre un ravageur bien particulier, il faut accorder la préférence aux produits les plus ciblés. Il existe, par exemple, des pesticides qui s’attaquent aux aphides et qui sont néanmoins sans danger pour les insectes bénéfiques tels que les coccinelles.\nBon nombre des effets négatifs des pesticides, notamment leur contribution à la pollution de l’environnement, sont moins perceptibles dans les pépinières où l’on n’opère qu’à petite échelle. Néanmoins, pour pouvoir se servir correctement d’un pesticide, il faut en connaître la composition, la dose recommandée, le mode d’emploi et les précautions d’usage. Tous ces renseignements doivent figurer sur l’étiquette apposée sur le conteneur. Quoi qu’il en soit, il faut toujours porter des vêtements de protection : bottes de caoutchouc, gants et masque anti-poussière.\nLes pesticides sont appliqués soit dans le sol soit sur les parties aériennes de la plante et ils agissent soit en entrant directement en contact avec le parasite soit en étant absorbé par la plante pour la protéger de l’intérieur (systémiques).\nLes pesticides destinés au traitement du sol se présentent sous forme de granulés, liquides ou fumigants. Les fumigants ne peuvent être appliqués qu’avec du matériel spécialisé qui ne se justifie que pour les pépinières commerciales à grande échelle. Les liquides peuvent être déversés dans le système d’irrigation. Les granulés sont d’un emploi plus facile, car ils peuvent être incorporés directement au sol. Tous les pesticides désinfectent et stérilisent le sol. Dans le milieu clos de la pépinière, où le sol est contenu dans des plates-bandes ou des pots, les pesticides offrent presque toujours une protection maximale. Certains de ces pesticides agissent à la fois sur les nématodes et sur les insectes. Certains fumigants à usages multiples sont des biocides d’emploi général qui contrôlent aussi bien les maladies véhiculées par le sol et les mauvaises herbes que les nématodes et les insectes telluriques. Il faut toujours consulter un spécialiste de la lutte chimique contre les ravageurs, car l’usage des pesticides est soumis à une réglementation et des recommandations très strictes.\nS’il est assez facile de prévenir dans une large mesure les maladies véhiculées par le sol, grâce à la stérilisation, il est en revanche plus difficile de contrôler les ravageurs et les maladies véhiculés par l’air, car ils surgissent souvent inopinément, notamment à la faveur d’une modification des conditions météorologiques. On procède généralement par pulvérisation, bien que l’on puisse aussi utiliser des matières pulvérulentes si l’on n’a pas assez d’eau pour pulvériser. On s’abstiendra d’appliquer des pesticides directement sur les feuilles si l’on prévoit de la pluie. Il existe toute une gamme de pesticides, depuis les plus généraux jusqu’aux plus spécifiques. Les fongicides, moins nombreux sur le marché, sont généralement à large spectre d’action. Ils sont d’application plus\npolyvalente que les pesticides et peuvent s’utiliser sur les sols, les feuilles et les semences. Ils sont pour la plupart sans effet sur les autres organismes.\nBeaucoup de plantes renferment des substances chimiques ayant des propriétés pesticides (insecticides et/ou nématicides), et ont reçu le nom de «pesticides naturels». Des solutions aqueuses de feuilles, graines ou fruits peuvent remplacer éventuellement les pesticides chimiques appliqués par pulvérisation. Les pesticides naturels les plus connus sont les fleurs de pyrèthre, les graines de neem, les soucis, le piment rouge (contre les aphides), les racines de derris ou roténone, l’aïl et le tabac.\nDesaeger J. 2000. Implications of plant-parasitic nematodes for improved fallows in Africa. PhD thesis Nr 463, Louvain (Belgique): K.U. Leuven.\nLes travaux pratiques ont pour but de permettre aux participants d’observer et de commenter les problèmes posés par la gestion des pépinières en visitant une pépinière. Cette visite donnera aussi aux participants l’occasion de mettre en pratique quelques-unes des activités courantes dans la pépinière (dépiquage, compostage, arrosage, etc.).\nLes conditions, les outils et le matériel ci-après sont nécessaires pour ces travaux pratiques :\nUne pépinière d’essences agroforestières bien équipée et bien tenue Des plantes mises en pot dans différents substrats (sol forestier, sable, compost, sciure de bois, fumier, vermiculite, tourbe de noix de coco) Des plantes présentant des déformations des racines, cultivées dans des conteneurs en pépinière, que les stagiaires pourront ouvrir pour inspecter le développement du système racinaire Des plantes élevées dans des dispositifs antivrilles pour que les stagiaires puissent constater les bienfaits de cette technique Un nombre suffisant de plantules d’essences agroforestières prêtes à être dépiquées Des sacs de polythène et des dispositifs antivrilles remplis d’un substrat approprié pour la mise en pot Un coin réservé au compostage pour faire une démonstration de cette pratique\nLes participants et les spécialistes visitent une pépinière d’essences agroforestières et s’efforcent de répondre aux questions suivantes :\na) Après avoir comparé les pratiques et les procédures de gestion observées dans la pépinière avec les vôtres, répondez aux questions suivantes : En quoi vos pratiques sont-elles différentes ? Pourquoi ?\nb) Avez-vous observé des pratiques de gestion que vous réprouvez ? Pourquoi ? Suggérez des changements ou des améliorations.\nc) Identifiez les pratiques et les procédures qui sont nouvelles pour vous. Expliquez leurs avantages par rapport à d’autres pratiques et procédures connues des stagiaires.\nDiscutez le rapport coût-bénéfice de certaines pratiques de gestion et de certains investissements.\nLes participants et les spécialistes évaluent différents mélanges ou substrats utilisés pour la\nmise en pot. Comparez et décrivez le développement des plantules élevées dans différents substrats. Ouvrez ensuite les conteneurs et décrivez le développement du système racinaire. Essayez de trouver les raisons de ces différences de développement. Déformations des racines. Ouvrez cinq conteneurs et inspectez le système racinaire. Dessinez\nles racines et essayez de deviner pour quelles raisons elles sont déformées. Comment éviter les déformations racinaires ? Dépiquage :\na) humidifier soigneusement le sol de la caissette ou de la plate-bande autour de la plantule pour pouvoir l’arracher facilement ;\nb) soulever les plantules à l’aide d’une petite pelle ou d’un morceau de bois plat. Ne choisir que des plantules saines et vigoureuses ;\nc) toujours tenir les plantules par leurs feuilles, jamais par leur tige, qui pourrait ne pas s’en remettre si elle était écrasée ;\nd) cerner (couper) les racines avec un couteau bien aiguisé, si elles sont trop longues ;\ne) placer les plantules dans un récipient plat avec de l’eau et recouvrir d’un chiffon humide ou de paille ;\nf) à l’aide d’un bâton pointu ou d’un plantoir, faire dans le conteneur un trou suffisamment large pour que les racines puissent y tenir sans être recourbées ;\ng) placer la plantule avec soin dans ce trou et la soulever légèrement pour que les racines puissent se détendre ;\nh) boucher le trou en pressant le sol doucement contre les racines pour que la plantule puisse tenir fermement dans le conteneur ;\ni) arroser les conteneurs et les placer à l’ombre.\nde la plantule\nSoulever la plantule\nCerner les raciness\nInsérer la plantule – Faire un trou assez grand !\nTenir la plantule par les feuilles du haut\nFigure 2-1. Le dépiquage (OIT, 1992).\nLe compostage. Les participants observent une opération de compostage et discutent des bienfaits de la matière organique dans les mélanges en pots :\na) mettez votre main dans le tas de compost et décrivez la température ;\nb) placez un thermomètre dans le tas de compost et notez la température après cinq minutes ;\nc) prélevez une poignée de matière compostée, sentez-la et décrivez-la.\nArroser fréquemment pour que la terre\nsoit humide, pas détrempée !\net de déchets végétaux\nFigure 2-2. Fosse à compost (OIT, 1992).\nFigure 2-3. Tas de compost. Lorsque le compost se tasse après s’être réchauffé, le retourner et refaire un tas.\nA la fin de l’unité sur les boutures, les stagiaires pourront :\nEnumérer et décrire les différentes phases du processus d’enracinement des\nboutures Expliquer les processus physiologiques de l’enracinement\nDécrire et construire un bac de bouturage sans nébulisateur utilisé pour\nl’enracinement des boutures Multiplier des essences agroforestières à partir de boutures de tiges ou de racines\nL’unité comporte un exposé théorique étayé par des notes de cours. Le matériel nécessaire pour les travaux pratiques et les démonstrations est indiqué dans la section consacrée aux travaux pratiques.\nL’exposé théorique décrit comment et pourquoi les essences agroforestières peuvent être multipliées à partir de boutures de racines ou de tiges. L’enracinement comporte les étapes suivantes : multiplication, induction, réarrangement des tissus, apparition des racines, élongation et développement des racines et croissance de la nouvelle plante dans son intégralité.\nPlusieurs facteurs interviennent dans ce processus : équilibre hormonal et induction, eau, minéraux, bilan énergétique, nombre de feuilles et état phytopathologique de la plante. Certains de ces facteurs peuvent être modifiés de l’extérieur pour favoriser l’enracinement et le développement de la nouvelle plante.\nL’un des facteurs décisifs pour le succès de l’enracinement des boutures dans les régions tropicales est le bilan hydrique de la plante et de son environnement. Si les boutures et les plantes sont trop sèches, elles flétrissent et si elles sont trop humides elles attirent les champignons et les maladies. Il importe donc de contrôler l’humidité de l’air ambiant. On y parviendra en recourant à des bacs de bouturage, avec ou sans nébulisateur. L’exposé théorique a pour but de décrire un bac de bouturage sans nébulisateur. Les stagiaires pourront construire eux-mêmes un bac de bouturage dans le cadre des travaux pratiques. A défaut, on pourra leur montrer un bac de bouturage dans le cadre de démonstrations.\nIl est crucial de prendre grand soin de la plante-mère ou plante-souche sur laquelle on prévoit de prélever des boutures. L’exposé décrit les différentes étapes menant au prélèvement des boutures. Les soins à apporter aux boutures sont les suivants : réduction de la surface des feuilles, utilisation d’hormones favorisant le développement des racines, emploi d’engrais et de pesticides si nécessaire pour assurer un bon développement des boutures.\nDès que les boutures prennent, on peut les mette en pot et les endurcir en vue de leur plantation en plein champ.\nPour mieux comprendre cette unité, on consultera utilement l’ouvrage suivant :\nLongman KA. 1993. Rooting Cuttings of Tropical Trees. Tropical Trees. Propagation and Planting Materials Vol. 1. Londres : Commonwealth Science Council.\nZe’ev Wiesman—Université Ben Gurion et Zac Tchoundjeu—World Agroforestry Centre\nLe bouturage est peut-être la méthode la plus communément employée pour multiplier par voie végétative les arbres et les arbustes. Le procédé est relativement simple, n’exigeant qu’un minimum d’espace pour la reproduction. D’autre part, une seule plante-mère ou plante-souche peut donner de nombreuses boutures. Un grand nombre de plantes ornementales sont multipliées de cette manière. Toutefois, l’utilisation de cette méthode est moins bien connue pour la plupart des essences agroforestières. Dans les paragraphes qui suivent, on décrit brièvement quelques- uns des principes qui sous-tendent le bouturage et l’enracinement, en mettant en relief les différents facteurs qui influent sur ces processus et on examinera les différentes étapes qui mènent à une multiplication réussie des arbres et des arbustes au moyen de cette technique.\nLe diagramme suivant récapitule les différentes étapes de l’enracinement des boutures, en indiquant quels sont les facteurs, endogènes ou exogènes, qui influent sur ce processus.\nFigure 3-1. Les différentes étapes de l’enracinement et les facteurs qui interviennent\nL’enracinement des boutures de tiges est un processus complexe qui est la résultante de multiples facteurs. Le succès de l’opération dépend, dès le départ, de plusieurs facteurs endogènes\net exogènes. Dès que les boutures ont été prélevées sur la plante-mère, des précautions doivent être prises pour que l’enracinement puisse se faire dans les meilleures conditions possibles. Plusieurs étapes doivent être franchies : cicatrisation, formation de nouvelles cellules, induction de la formation des racines, rattachement des racines aux tissus vasculaires de la tige de la bouture, élongation des nouvelles racines, et développement d’une nouvelle plante autonome à partir des tiges bouturées. Là encore, divers facteurs endogènes et exogènes interviennent.\nDans les paragraphes qui suivent, les facteurs les plus décisifs pour le succès de l’enracinement des boutures seront décrits brièvement. Ce sont : le substrat, l’humidité, les hormones végétales, la surface foliaire, la lumière et la température, et l’hygiène de la plante.\nLe choix du substrat est crucial pour l’enracinement des boutures de tiges. Les essences\ntropicales préfèrent pour la plupart un milieu léger et bien drainé. Ceci permet d’éviter un excès d’eau qui ferait pourrir les boutures. Les substrats suivants répondent à ces conditions :\nSciure de bois pourrie Sable de rivière fin\nMélange de sable de rivière et de sciure de bois (50/50 en volume) Gravier\nVermiculite Le substrat devrait être bien lavé et si possible stérilisé avant usage, pour éviter les ravageurs et les maladies. Il doit être renouvelé au moins une fois par an.\nMélange de gravier et de sciure de bois (50/50 en volume)\nDès que la bouture est prélevée de la plante-mère, elle ne peut plus absorber l’eau nécessaire\nà sa survie et à son développement. C’est pourquoi il est vital de maintenir l’humidité ambiante\nà un degré optimal, qui ne sera ni trop faible, ce qui provoquerait le flétrissement et le dessèchement des boutures, ni trop élevé, ce qui favoriserait l’apparition de maladies. L’eau est donc un facteur externe crucial pour le succès de l’enracinement des boutures.\nComme on l’a mentionné dans l’introduction, les hormones végétales jouent un rôle primordial dans le processus de multiplication. Certaines hormones, notamment les auxines (AIB, AIA, ANA) influent sur le développement des racines, tandis que d’autres, comme les gibberellines, influent sur l’élongation des tiges et le développement des bourgeons. L’équilibre hormonal de\nla plante-mère et des boutures affecte l’enracinement, dans le sens positif ou dans le sens négatif. C’est pourquoi il est parfois nécessaire d’augmenter l’apport en hormones de bouturage. Il existe des hormones de synthèse qui agissent soit directement en favorisant le développement des racines, soit indirectement en neutralisant les hormones qui inhibent leur croissance. L’équilibre hormonal de la bouture affecte la cicatrisation, l’ébauche et l’initiation des racines, l’élongation des racines, l’endurcissement et le développement futur de la bouture enracinée. L’équilibre hormonal de la plante-mère se transmet aux boutures; il importe donc de bien choisir le moment où doit s’effectuer le prélèvement des boutures. Il faudra généralement procéder à une série d’expériences pour déterminer la concentration appropriée d’auxines pour les essences dont on ne connaît pas bien le comportement en matière d’enracinement. Pour commencer, on pourra utiliser un mélange contenant 50 µg d’AIB, d’ANA et d’AIA ou un mélange d’AIB et d’ANA. On notera toutefois que certaines essences n’ont pas besoin d’auxines pour produire des racines.\nLes plantes ont besoin de nutriments (azote, phosphore, potassium, etc.) et de métabolites (protéïnes, lipides, glucides) pour croître et s’épanouir. C’est pourquoi il importe que la plante- mère et les boutures aient un bilan nutritif et énergétique optimal. Dans les boutures, l’activité métabolique se concentre sur les feuilles. L’initiation des racines de la bouture dépend de la photosynthèse qui s’opère au niveau des feuilles. Les feuilles de la bouture doivent donc avoir, au total, une surface suffisante pour pouvoir continuer de produire les métabolites nécessaires pour assurer l’initiation des racines par la photosynthèse. Cependant, dans le même temps les feuilles perdront de l’eau par transpiration. Il faudra donc que la surface foliaire totale de la bouture assure un juste équilibre entre ces deux paramètres. Cet équilibre varie selon les essences. Ainsi, pour Khaya ivorensis, l’enracinement optimal avec nébulisation intermittente est obtenu lorsque la surface foliaire totale est ramenée à 50-100 cm 2 par bouture. Par contre, pour Lovoa trichilioides, la surface foliaire totale doit être plus importante, 200 cm 2 environ, pour que l’on obtienne le meilleur enracinement possible dans un bac de bouturage sans nébulisateur. Si l’on ne possède pas les informations pertinentes en matière de surface foliaire optimale pour l’essence sur laquelle on travaille, on commencera par une surface de 50 cm 2 . On procédera ensuite à des essais avec différentes surfaces foliaires et, en comparant les résultats obtenus, on pourra déterminer la surface foliaire optimale pour l’essence considérée.\nLa lumière et la température ambiantes influent également sur l’enracinement. Pour contrôler ces facteurs, il faut disposer d’équipements et d’infrastructures dont toutes les pépinières ne sont pas pourvues (électricité, réglage de l’intensité lumineuse pour obtenir la luminosité maximale ou au contraire l’obscurité totale, câbles chauffants circulant dans le substrat). Des\nrecherches plus poussées s’imposent pour déterminer l’effet exact de ces facteurs sur l’enracinement de diverses essences agroforestières, et aussi pour trouver les moyens de circonvenir les difficultés techniques.\nIl est probable que l’intensité lumineuse affecte directement l’enracinement par ses effets sur la photosynthèse. En revanche, on ne sait pas encore bien comment la qualité de la lumière agit sur l’enracinement. Chez Triplochiton scleroxylon, des mesures de la photosynthèse nette de plantes-mères cultivées sous différentes intensités lumineuses ont montré une corrélation évidente entre l’aptitude à l’enracinement et la photosynthèse (Leakey et Storeton-West, 1992).\nLa santé des plantes-mères et des boutures est évidemment importante. On veillera à ne pas prélever de boutures sur des plantes-mères en mauvaise santé, en particulier si leur état résulte de la présence de champignons, de bactéries ou de virus. En effet, une telle pratique risquerait non seulement d’être préjudiciable à l’enracinement des boutures mais aussi de propager la maladie lors du repiquage au champ des boutures infectées. Dans certains cas, les boutures peuvent être traitées à l’aide d’un pesticide ou plongées dans un stérilisant de surface, comme par exemple de l’eau de javel diluée (voir Unité 2).\nGestion des plantes-mères\nIl convient d’observer les règles suivantes :\nInstaller les plantes-mères aussi près que possible de la zone de multiplication Elaguer les plantes-mères régulièrement, trois fois par an, pour encourager la production de bonnes pousses et maintenir la jeunesse du matériel végétatif. On conservera toujours une paire de feuilles nourricières sur chaque plante. Utiliser de l’engrais pour accélérer la croissance dans les sols carencés en éléments nutritifs. Espacer les plantes comme suit (pour la plupart des espèces) : 1 à 2 mètres entre les rangs, 0,5 à 1 mètre dans chaque rang. Séparer les clones et les étiqueter clairement. Laisser certains clones grandir de manière à ce qu’ils expriment les traits des arbres matures. Faire pousser les plantes-mères sous une ombre légère, par exemple en les intercalant avec Caliandra ou Leucaena.\nLes boutures doivent être prélevées tôt le matin avant que le soleil ne chauffe, pour réduire au minimum la transpiration et donc le dessèchement. Les feuilles doivent être taillées avant que les pousses ne soient détachées de la plante- mère pour réduire la surface évaporante et donc les déperditions d’eau. La surface foliaire permettant un enracinement optimal varie selon les espèces. Toutefois, on préconisera une surface foliaire de 50 cm 2 jusqu’à ce que des recherches plus approfondies permettent de déterminer l’impact de ce facteur, pour différentes essences agroforestières. La surface foliaire retenue devra garantir un juste équilibre entre la photosynthèse et la transpiration si les boutures sont placées dans un bac de bouturage sans nébulisateur. Les pousses seront transportées dans un sac de polyéthylène humide à l’intérieur. Les pousses ainsi recueillies seront placées à l’ombre. On évitera de lancer ou d’écraser les sacs. Les pousses qui doivent être transportées sur une longue distance seront placées dans une glacière. On veillera à ce que les pousses ne soient pas au contact direct du système de refroidissement. Dans la pépinière, tous les outils et le matériel doivent être prêts et bien arrangés d’avance pour que les boutures ne perdent pas leur humidité et pour qu’on puisse les transférer sans délai dans les bacs de bouturage. Tout retard dessécherait les boutures. Ceci est souvent la cause des problèmes d’enracinement des boutures dans les zones arides et semi-arides.\nLes bacs de bouturage à nébulisateur\nLe maintien d’un environnement humide pour réduire les pertes d’eau par transpiration est vital pour le succès de l’enracinement des boutures. Les bacs de bouturage à nébulisateur sont des équipements modernes conçus à cet effet. Ils comprennent un système d’irrigation sous haute pression qui dirige l’eau vers des jets spéciaux, placés au-dessus des boutures, sur lesquelles ils déversent un brouillard. Un minuteur et un dispositif automatique de réglage de l’humidité permettent d’ajuster la fréquence et la durée de la nébulisation. Ce système, qui est onéreux et qui de surcroît exige une source fiable d’alimentation en eau et en électricité, n’est guère recommandé pour des endroits où ces services ne sont pas disponibles ou ne sont pas assurés régulièrement.\nLes bacs de bouturage sans nébulisateur\nUn bac de bouturage, même dépourvu de nébulisateur, peut être utilisé pour maintenir le niveau d’humidité requis. Cet équipement se présente sous la forme d’un châssis en bois fermé hermétiquement par des feuilles de polyéthylène transparentes ou blanches. Le fond est tapissé d’un substrat humide et contient une réserve d’eau (voir la photo ci-dessous). Pour éviter un éclairage trop intense ou de mauvaise qualité, qui pourrait être préjudiciable à l’enracinement, on placera les bacs de bouturage sous un ombrage uniforme. On utilisera de préférence une toile à ombrer offrant 60 % d’ombre.\nComme on l’a signalé précédemment, la température du milieu est également importante pour l’enracinement. Dans les bacs de bouturage sans nébulisateur, elle devrait être maintenue entre 28 et 30° C. Dans les régions chaudes et sèches, un arrosage fréquent du bac lui-même peut contribuer à abaisser des températures anormalement élevées.\nL’humidité à l’intérieur du bac n’est pas constante. Le degré hygrométrique après arrosage se situe entre 90 et 100 %, mais si l’on ouvre le bac on constate que l’humidité tombe rapidement jusqu’à 40 %. Pour maintenir l’humidité, il faut pulvériser de l’eau une fois par jour, à l’aide d’un vaporisateur à l’intérieur du bac et sur les boutures. La température et l’humidité sont les deux principaux paramètres qu’il faut constamment contrôler à l’intérieur du bac de bouturage.\nUn bac de bouturage sans nébulisateur\nLa mise en pots est une opération délicate dans le contexte de la multiplication végétative et on peut facilement perdre tout le matériel enraciné. On prendra les mêmes précautions que pour le dépiquage des plantules (Unité 2). On ôtera délicatement la bouture racinée du substrat à l’aide d’un morceau de bois plat, on la secouera pour faire tomber les débris de substrat et on la placera dans un conteneur déjà partiellement rempli d’un substrat léger mais cependant riche en\néléments nutritifs. On recouvrira de substrat les racines qui sont à nu; on pressera le substrat fermement autour de la bouture et on arrosera. Les boutures qui viennent d’être mises en pots doivent rester dans un milieu humide et bien ombragé jusqu’à l’apparition de nouvelles pousses. A ce stade, l’arrosage doit être fait délicatement, de préférence à l’aide d’un pulvérisateur ou d’un tuyau d’arrosage à jet fin.\nL’endurcissement a pour but d’acclimater progressivement les boutures, d’abord en pépinière puis au champ. On procède en réduisant l’humidité par paliers, puisque celle-ci n’est plus nécessaire à l’enracinement. En milieu sahélien, où les conditions sont rudes, les boutures en pots de Prosopis africana sont conservées pendant trois semaines dans le bac de bouturage, celles de Bauhinia rufescens pendant deux semaines (Tchoundjeu, 1996). Ensuite, les bacs de bouturage restent ouverts la nuit pendant une semaine, puis nuit et jour, sauf durant les journées exceptionnellement chaudes. Enfin, les plantes sont transportées dans la pépinière où elles restent encore à l’ombre. Les espèces ne se comportent pas toutes de la même manière. Prunus africana s’enracine facilement mais s’endurcit difficilement, tandis que Pterocarpus erinaceus, Bauhinia rufescens et Tamarindus indica s’enracinent facilement et s’endurcissent relativement bien.\nLeakey RRB and Storeton-West R. 1992. The rooting ability of Triplochiton scleroxylon cuttings :\nthe interaction between stock plant irradiance, light quality and nutrients. Forest Ecology and Management 49:133-150 Longman KA. 1993. Rooting Cuttings of Tropical Trees. Tropical Trees : Propagation and Planting Materials Vol. 1. Londres : Commonwealth Science Council. Tchoundjeu Z. 1996. Vegetative propagation of Sahelian agroforestry tree species : Prosopis africana and Bauhinia rufescens. In : Dieters MJ, Nikles DG, Harwood CE and Walker SM (eds) Tree Improvement for Sustainable Tropical Forestry. Proceedings QFRI-IUFRO Conference, Caloundra, Queensland, Australia : 27 October-1 November 1996.\nLes travaux pratiques ont un double objectif : permettre aux stagiaires de constater les effets des auxines sur l’enracinement des boutures et leur apprendre à utiliser un bac de bouturage sans nébulisateur pour faire prendre les boutures.\nLes stagiaires devraient travailler en groupes de trois ou quatre. Chaque groupe devrait avoir l’occasion d’aider à construire un bac de bouturage en matière plastique et d’appliquer différentes hormones radicigènes aux boutures.\nPour ces travaux pratiques, on aura besoin des outils et du matériel suivants :\nDes bacs de bouturage contenant différents types de substrat : sable, gravillon, sciure de bois, etc. Des petits conteneurs renfermant des poudres radicigènes à diverses concentrations. Par exemple : AIB 0,1 %, 0,3 %, 0,8 %. D’autres produits, si disponibles (AIA, par exemple). De grands sacs plastique pour la collecte des boutures. Une glacière et des blocs de glace pour conserver les boutures si on ne s’en sert pas tout de suite. Une petite bouteille d’alcool éthylique ou d’alcool à brûler à 80 % pour désinfecter les outils. Un vaporisateur pour chaque groupe. Un compas et une règle pour mesurer les boutures avant de les planter. Des étiquettes et des fiches d’évaluation. Un choix de plantes-mères d’essences agroforestières. Des plantules ou des plantes recépées présentant des pousses de 30 cm environ feront l’affaire.\nConstruire un bac de bouturage en matière plastique\nOn ne cherchera pas à construire un bac de bouturage perfectionné. Le but recherché est de permettre aux stagiaires de placer le substrat dans le bac pour qu’ils puissent comprendre le fonctionnement du système et aussi pour qu’ils puissent se rendre compte par eux-mêmes des éventuelles difficultés. La construction du bac de bouturage se déroulera comme indiqué ci-après.\nschématique d’un bac de bouturage sans nébulisateur (Longman, 1993)\nPour construire un bac de bouturage ayant pour dimensions 1 m x 3 m x 1 m, il faudra comme matériel :\n1. Un châssis en bois, de préférence d’une essence durable et résistante aux termites, surtout pour ce qui concerne les parties qui reposeront sur le sol. A défaut, on traitera le bois à l’aide d’un vernis protecteur. Il faudra veiller, toutefois, à ce que ce vernis n’empoisonne pas les boutures. Il faudra environ 8 mètres de section 250 x 25 mm, 10 mètres de section 50 x 50 mm et 32 mètres de section 50 x 25 mm.\n2. Une feuille de polyéthylène de bonne qualité, de 10 mètres de long sur 2 mètres de large.\n3. 0,5 m 3 de blocs de ciment ou de pierres concassés (30-120 mm), 0,25 m 3 de gravillon (5-10 mm), 0,25 m 3 de sable grossier.\n4. Matériaux d’assemblage : clous, agrafeuse et punaises pour joindre et fixer les feuilles de polyéthylène; charnières, vis et pinces de fixation pour assurer la fermeture du couvercle.\n5. Une double feuille de polyéthylène parfaitement étanche servira à couvrir le fond du bac. Cette feuille ne devra pas être trop tendue, pour pouvoir supporter sans stress le poids des matériaux de remplissage et de l’eau de drainage.\nL’axe longitudinal du bac sera orienté Est-Ouest. Il faut absolument niveler le sol et répandre du sable sur le fond pour empêcher que la feuille de polyéthylène ne soit percée ou distendue\npar les cailloux. On s’assurera à l’aide d’un niveau que le bac est bien horizontal, parce qu’il ne faudrait pas qu’un compartiment reçoive davantage d’eau que les autres.\n7. Dans un coin du bac, on placera à la verticale un morceau de tuyau en plastique ou, à défaut, un morceau de bambou (de 25 à 30 cm de long et de 5 cm de diamètre environ) pour pouvoir vérifier facilement le niveau de l’eau et en rajouter si nécessaire sans pour autant noyer le milieu d’enracinement.\n8. Tous les matériaux inertes utilisés pour le drainage devront être soigneusement lavés avant usage. Par ailleurs, on joindra les feuilles de polyéthylène par un double joint chevauchant pour maintenir une humidité élevée à l’intérieur du bac de bouturage.\n9. On ajoutera les différentes couches de substrat avec soin pour ne pas endommager la feuille de polyéthylène : une mince couche de sable de rivière, une épaisse couche de cailloux, une épaisse couche de gravillon, une mince couche de sable (représentant une épaisseur totale de 15 à 25 cm). On ajoutera ensuite de l’eau jusqu’à ce que la couche de drainage soit saturée.\n10. On ajoutera enfin le milieu d’enracinement sur le dessus (environ 10 cm d’épaisseur). Il devra être humide sans être détrempé, pour que les boutures puissent prospérer.\nL’entretien consistera à vérifier périodiquement le niveau d’eau (une fois par semaine). On ajoutera de l’eau, si nécessaire, à l’aide d’un tuyau en plastique. On nettoiera régulièrement l’extérieur du bac pour que la lumière puisse pénétrer à l’intérieur. Toute brèche dans la feuille de polyéthylène devra être colmatée à l’aide de ruban adhésif pour que l’humidité ne s’échappe pas.\nLa collecte et la préparation des boutures\n1. Tailler les feuilles des pousses choisies avant de couper celles-ci de la plante-mère, et enlever les bougeons et les feuilles terminales s’ils sont trop mous.\n2. Placer les pousses sans tarder dans des sacs de polyéthylène dûment étiquetés, indiquant le nom de l’espèce et le numéro du clone, et contenant du papier ou un autre matériau humide. Faute de matériau humide, on humidifiera l’intérieur du sac à l’aide d’un vaporisateur. Le sac doit toujours être clos.\n3. Pour éviter que les boutures ne se réchauffent durant le transport, on les mettra dans une glacière, en évitant cependant tout contact direct avec les éléments du système de refroidissement.\n4. Dans la pépinière, on placera les pousses dans un seau d’eau ou on les aspergera d’eau fréquemment jusqu’à ce qu’elles soient plantées.\nA l’aide d’un couteau bien aiguisé ou d’un sécateur on prélèvera des boutures à un ou deux nœuds. On coupera la base à angle droit. On évitera de couper la base en biais pour que les racines ne poussent pas que d’un seul côté.\nOn plongera la base de la bouture (0,5-1 cm) dans une poudre d’enracinement appropriée. Chaque stagiaire devra pouvoir planter 3 à 4 boutures pour chaque traitement, par exemple :\nbouture témoin (aucun traitement), 0,1 % AIB, 0,3 % AIB, 0,8 % AIB.\n7. On placera la bouture dans un trou qui aura été préparé à cet effet dans le substrat, jusqu’à 2 à 3 cm de profondeur, pas plus. On veillera à ce que les feuilles soient bien dégagées et on tassera le substrat autour de la bouture avec deux doigts.\n8. On mentionnera sur l’étiquette : le nom de l’espèce, le numéro du clone, la date de plantation et les traitements. Ces renseignements seront portés sur la fiche d’évaluation.\n9. On pulvérisera les boutures avant de refermer hermétiquement le couvercle du bac de bouturage.\nModèle de feuille d’évaluation\nA la fin de l’unité sur le greffage, les participants pourront :\nEnumérer et expliquer les principales raisons de greffer des essences agroforestières Expliquer quelques-uns des processus physiologiques du greffage et indiquer dans quelles conditions le greffage peut réussir Enumérer et décrire les techniques de greffage les plus courantes Pratiquer le greffage sur quelques essences agroforestières\nL’unité comporte un exposé théorique de 60 à 90 minutes, étayé par du matériel audio-visuel. Cet exposé sera suivi par des travaux pratiques d’une durée de 4 heures, comprenant des démonstrations.\nL’exposé théorique sera étayé par des notes de cours. Les supports de formation nécessaires pour les travaux pratiques et les démonstrations sont indiqués dans la section consacrée aux travaux pratiques.\nLe greffage est l’une des méthodes de multiplication végétative les plus complexes