{"partition": "head_middle", "source_domain": "www.jle.com", "digest": "sha1:DFP22WY3F4J4JDNUZ7C6DCONWOAUD4WJ", "path": "/lustre/fsn1/projects/rech/qgz/uzq54wg/processed_redpajama/base_processing/output/fr/2014-15/000_00041.parquet"}
Home > Journals > Medicine > Médecine thérapeutique > Full text
Advanced search Shopping cart French version Latest books
Catalogue/Search
Médecine thérapeutique
- Order an issue
Biology and research
Agronomy and biotech.
Online account activation
- Instructions for use
- Estimate request form
- Licence agreement
Order an issue
Pay-per-view articles
How can I publish?
Help for advertisers
Book sales agents
Exploration d’un déficit immunitaire héréditaire
Médecine thérapeutique. Volume 4, Number 3, 231-8, Mars 1998, Démarches diagnostiques
Résumé Author(s) : Françoise Le Deist.
Les déficits immunitaires héréditaires sont des maladies rares (1/5 000 naissances) et regroupent environ 80 syndromes différents [1]. Cependant, la survenue d'infections graves et récurrentes chez un enfant ou un adulte doit en faire évoquer le diagnostic. Les infections, par leurs caractères (localisation, âge de survenue, type des germes retrouvés), orientent vers le type du déficit. Les déficits de l'immunité cellulaire (20 % des déficits immunitaires) sont caractérisés par la survenue précoce d'infections par des germes à développement intracellulaire. Les déficits de l'immunité humorale (70 % des déficits immunitaires) ont un début plus tardif, marqué par des infections alors essentiellement bactériennes, à localisation broncho-pulmonaire et digestive. Les infections observées au cours des déficits affectant le polynucléaire (10 % des déficits immunitaires) sont presque exclusivement dues à des bactéries pyogènes, à Candida et à Aspergillus, alors que les bactéries du genre Neisseria prédominent dans les déficits de protéines du complément (1 % des déficits immunitaires) ou des asplénies (encadré 1). Au cours des déficits immunitaires affectant l'immunité cellulaire, il existe un déficit de l'immunité humorale secondaire réalisant alors un déficit immunitaire combiné. Dans ce cas, les signes cliniques révélateurs sont le plus souvent imputables au déficit de l'immunité cellulaire. De ce fait, un déficit de l'immunité humorale mal caractérisé doit faire rechercher un déficit de l'immunité cellulaire associé. Schématiquement, les déficits immunitaires sont dus soit à l'absence soit à une anomalie fonctionnelle plus ou moins complète des cellules effectrices : les lymphocytes T dans les déficits de l'immunité cellulaire, les lymphocytes B dans les déficits de l'immunité humorale ou les polynucléaires. Les signes cliniques sont d'autant plus sévères et précoces que le déficit immunitaire est lié à l'absence des cellules effectrices. L'auto-immunité touchant les cellules hématopoïétiques, complication fréquente des déficits immunitaires combinés, si elle est observée chez un jeune enfant, fera rechercher un déficit immunitaire même en l'absence d'infection récurrente. Une hypoplasie des organes lymphoïdes secondaires (ganglions et amygdales) détectée à l'examen clinique confirmerait la suspicion de déficit immunitaire cellulaire. La recherche d'un déficit immunitaire peut être justifiée par l'observation de signes cliniques qui y sont associés au cours de syndromes complexes, tels qu'une ataxie, des télangiectasies, une cardiopathie, un nanisme et des manifestations cutanées (eczéma). Chez le jeune enfant, la radiographie du thorax peut mettre en évidence l'absence de thymus lors d'un déficit sévère de l'immunité cellulaire. Les éventuels antécédents familiaux orienteront vers une maladie à transmission liée au chromosome X ou, au contraire, autosomique récessive. Diagnostic orienté par des examens simples (encadré 2) Numération formule sanguine Les chiffres absolus des lymphocytes, des polynucléaires et des plaquettes sont des éléments diagnostiques importants. Une lymphopénie orientera vers un déficit de l'immunité cellulaire. Chez le jeune enfant, la lymphocytose doit être interprétée en fonction de l'âge, du fait de l'hyperlymphocytose physiologique. Une anémie, une thrombopénie ou une neutropénie dans le contexte d'un déficit de l'immunité cellulaire peuvent représenter des stigmates d'auto-immunité, complication fréquente de ce type de déficit [2]. Une neutropénie peut être au premier plan, mais il faut savoir que seule celle qui est inférieure à 500 neutrophiles/mm3 est responsable de signes cliniques patents. Un nombre normal de neutrophiles à un moment donné n'élimine pas une neutropénie cyclique qui devra être recherchée par des numérations successives à quelques jours d'intervalle. Dosage des immunoglobulines sériques Le dosage des immunoglobulines (Ig) G, A, et M apporte des éléments au diagnostic des déficits immunitaires combinés et humoraux. Cependant, il est peu interprétable avant l'âge de 3 mois (l'essentiel des IgG sont d'origine maternelle jusqu'à l'âge de 4 mois) et devra ensuite être interprété en fonction de l'âge de l'enfant (figure 1). Le diagnostic de déficit immunitaire est étayé en cas de déficit complet ou partiel en une ou plusieurs classes d'immunoglobulines mais un dosage des immunoglobulines sériques normal ne permet pas de l'éliminer. Dans la grande majorité des cas, l'ensemble des éléments apportés par ces examens simples conjointement à ceux apportés par l'anamnèse et l'examen clinique permet de cibler les examens demandés en deuxième intention selon le type de déficit immunitaire évoqué. Démarche dans le diagnostic des déficits de l'immunité humorale Le dosage des immunoglobulines sériques permet souvent à lui seul le diagnostic de déficit humoral pur. Il permet de distinguer deux types de déficits de l'immunité humorale (figure 2) [3]. Déficits complets en immunoglobulines Ils imposent la numération des lymphocytes B (CD19, CD20 en immunofluorescence) dans le sang périphérique. Le plus fréquent d'entre eux est l'agammaglobulinémie liée à l'X. Le phénotypage des lymphocytes périphériques montre, dans la forme typique, l'absence totale de lymphocytes B. Ce déficit, caractérisé par l'arrêt de maturation intramédullaire de ces derniers, est lié à une mutation du gène de la tyrosine kinase BTK [4]. Cependant, il existe des formes partielles avec présence de lymphocytes B circulants et/ou d'immunoglobulines sériques détectables. Récemment, des formes à transmission autosomique récessive d'agammaglobulinémie avec absence de lymphocytes B dans le sang circulant ont été décrites [5]. Un dosage des sous-classes d'IgG (IgG1,IgG2, IgG3, IgG4) sera effectué chez les patients suspects de déficit de l'immunité humorale sans déficit global en IgG. Il permet de différencier les déficits dissociés en immunoglobulines des hypogammaglobulinémies globales [6]. Déficits partiels ou dissociés en immunoglobulines L'observation d'un taux d'IgM sérique normal ou élevé contrastant avec un taux d'IgG et d'IgA effondré évoque le diagnostic de syndrome d'hyper-IgM lié à une anomalie de commutation isotypique. Dans sa forme liée au chromosome X, les signes cliniques observés évoquent souvent un déficit de l'immunité humorale mais aussi cellulaire. Le diagnostic repose alors sur l'absence d'expression du ligand de CD40 sur les lymphocytes T activés, démontrant le rôle primordial du couple CD40-CD40 ligand dans la commutation isotypique [7]. Il existe des syndromes d'hyper-IgM à transmission autosomique récessive de cause moléculaire inconnue. L'hypogammaglobulinémie à expression variable, nommée aussi déficit immunitaire commun variable, constitue un groupe hétérogène de syndromes. Il s'y associe souvent des stigmates d'auto-immunité, une splénomégalie et des adénopathies ainsi qu'une hyperplasie lymphoïde à localisation gastro-intestinale. L'hypogammaglobulinémie ainsi que le défaut de synthèse des anticorps s'aggravent au cours du temps, pouvant toucher uniquement les IgG2 et les IgG4 ou les IgA au début de la maladie et, secondairement, tous les isotypes d'IgG. Cette hypogammaglobulinémie est variable d'un sujet à l'autre. Les IgM sont souvent épargnées. Une diminution des lymphocytes B circulants est fréquemment observée. Le diagnostic est essentiellement fondé sur l'exclusion des autres causes d'hypogammaglobulinémie telles que l'agammaglobulinémie liée à l'X dans sa forme partielle ou le syndrome d'hyper-IgM. Les mécanismes à l'origine de ces syndromes ne sont actuellement pas élucidés. Les maladies malignes de type lymphome grèvent le pronostic de ces déficits immunitaires. Le plus fréquent des déficits dissociés en immunoglobulines est le déficit en IgA [8], mais il est rarement symptomatique. Il impose d'éliminer un déficit de l'immunité cellulaire et/ou un déficit en IgG2 et IgG4 associés qui pourraient être responsables des manifestations cliniques. Cependant, un déficit en sous-classes IgG2 et IgG4 sans déficit en IgA peut exister. Un déficit en IgA et/ou en IgG2 et IgG4 doit faire pratiquer un caryotype sanguin à la recherche d'arguments en faveur d'un syndrome associé comme l'ataxie télangiectasie.
Un déficit humoral ne pourra être formellement éliminé qu'après étude des sérologies vaccinales après vaccination complète (par exemple tétanos, polio, diphtérie) et des sérologies après infection certaine (par exemple varicelle, herpès, Candida). Cependant, ces examens doivent être interprétés avec prudence avant l'âge de 1 an, période pendant laquelle il peut exister des sérologies faussement positives dues à la persistance d'immunoglobulines maternelles. Chez les sujets de groupe sanguin AB, la réponse antipolysaccharidique (IgG2 et IgM) peut être évaluée de manière simple par la quantification des isohémagglutinines dirigées contre les antigènes des groupes sanguins A ou B. Cet examen n'est cependant formellement interprétable qu'après l'âge de 1 an. Un dosage des anticorps antipneumococoque après vaccination et des anticorps anti-Haemophilus après infection certaine complète l'évaluation de la réponse antipolysaccharidique. Certains déficits de l'immunité humorale sont caractérisés par une production d'anticorps absente ou partiellement perturbée contrastant avec un dosage d'immunoglobulines normal. Cette anomalie de la production d'anticorps peut toucher tous les types d'anticorps dirigés contre les antigènes polypeptidiques et polysaccharidiques ou ne concerner que les anticorps dirigés contre les antigènes polysaccharidiques reconnus par les IgG2 et IgM. Dans ce dernier cas, seuls le dosage des allohémagglutinines de groupe sanguin et les sérologies vaccinales après vaccination antipneumocoque et anti-Haemophilus après infection permettront le diagnostic. Ces déficits immunitaires restent mal étiquetés et la recherche d'un déficit de l'immunité cellulaire associé s'impose. Diagnostic des déficits de l'immunité cellulaire Afin de déterminer la présence ou non des lymphocytes T et B et d'étudier la fonction des premiers, plusieurs examens peuvent être pratiqués. Phénotypage des lymphocytes du sang périphérique Cet examen est réalisé par immunofluorescence avec des anticorps monoclonaux reconnaissant des molécules (antigènes) membranaires (cluster de différenciation, CD) spécifiques des populations cellulaires que l'on souhaite dénombrer. Le complexe CD3 est spécifique des lymphocytes T qui se répartissent en deux sous-populations, CD4+/CD8­ (majoritairement auxiliaires) et CD8+/CD4­ (majoritairement cytotoxiques). La numération des lymphocytes T et des sous-populations lymphocytaires T doit être interprétée non en pourcentage mais en valeur absolue et selon l'âge du patient. La présence de lymphocytes B CD19+/CD20+ doit être recherchée au cours des déficits de l'immunité cellulaire. Les cellules NK (natural killer) peuvent être dénombrées par leurs phénotypes CD2+/CD56+ et/ou CD16+. La reconnaissance des lymphocytes T par un anticorps dirigé contre CD2 n'est pas adaptée puisque cet antigène membranaire est aussi présent sur les cellules NK. L'immunofluorescence est analysée grâce à un cytofluorimètre qui évalue non seulement le pourcentage de cellules positives mais aussi l'intensité de fluorescence qui peut, dans certains cas, être un élément du diagnostic. Étude fonctionnelle des lymphocytes T Malgré la présence en nombre normal des lymphocytes et des sous-populations lymphocytaires T, un déficit de l'immunité cellulaire peut être lié à un défaut fonctionnel. Leur fonction peut être évaluée in vitro par un test de transformation lymphoblastique qui mesure la capacité proliférative des lymphocytes vis-à-vis de mitogènes ou d'antigènes. La prolifération est mesurée par l'incorporation de thymidine radioactive durant le 18 dernières heures de culture. Les résultats sont rendus en coups par minute (cpm). Les mitogènes stimulent les lymphocytes T de manière non spécifique, c'est-à-dire sans immunisation préalable. Les plus couramment utilisés sont la phytohémagglutinine (PHA) et un anticorps monoclonal agoniste dirigé contre CD3 (par exemple l'OKT3). Ces mitogènes sont aussi des bons inducteurs de sécrétion de cytokines qui pourront être dosées dans le surnageant de culture (interleukine 2, interféron g...). Les tests de transformation lymphoblastique en présence d'antigènes nécessitent une sensibilisation antérieure au test soit par vaccination (anatoxine tétanique, tuberculine, virus de la polio), soit par infection (Candida albicans, virus herpès, virus varicelle-zona, par exemple). Les tests de transformation lymphoblastique vis-à-vis des antigènes vaccinaux ne sont interprétables cependant que durant l'année qui suit la vaccination. Un test négatif au-delà de ce délai nécessite une confirmation après un rappel vaccinal.
L'utilisation des tests cutanés d'hypersensibilité permet d'évoquer de façon simple un déficit de l'immunité cellulaire en cas de négativité : l'intradermoréaction est réalisée à l'aide d'un antigène après vaccination (par exemple tuberculine ou anatoxine tétanique). La lecture se fait au bout de 48 et de 72 heures et seule une induration d'au minimum 5 millimètres signe une réaction positive.
Au terme de ces investigations, la plupart des déficits touchant l'immunité cellulaire et/ou humorale sont phénotypiquement caractérisés (figures 3 et 4). Étude du mécanisme des déficits immunitaires combinés Parmi les déficits immunitaires combinés, nous pouvons distinguer les formes dans lesquelles les lymphocytes T sont absents des formes dans lesquelles ils sont présents mais non ou peu fonctionnels [9].
Dans la première forme, nous parlons de déficits immunitaires combinés sévères. Ce diagnostic doit déjà être évoqué devant la lymphopénie découverte sur la numération formule sanguine puisque 95 % des patients atteints de ces déficits présentent une lymphopénie (figure 5) [10, 11]. Cependant, son absence n'empêche pas la recherche d'un tel déficit. Parmi les déficits immunitaires combinés sévères (T­), la présence (B+) ou non (B­) de lymphocytes B permet une classification en T­/B­ ou T­/B+. Dans le premier cas, les seuls lymphocytes détectés dans le sang sont des cellules NK. Dans le second, les cellules NK et des lymphocytes B constituent, dans des proportions variables d'un patient à l'autre, la population lymphocytaire sanguine et des IgM sériques peuvent être détectées. Parmi les déficits immunitaires combinés sévères T­/B­, le dosage de l'activité enzymatique de l'adénosine désaminase (ADA) [12], enzyme intervenant dans le métabolisme des purines, permet de distinguer les formes liées à un déficit héréditaire en cette enzyme des autres formes. La recherche, par séquençage, d'une mutation des gènes codant les protéines Rag1 et Rag2 [13] impliquées dans le réarrangement des gènes des immunoglobulines et des gènes codant pour les différentes chaînes du récepteur de l'antigène des lymphocytes T identifie, dans certains cas, l'origine des déficits immunitaires combinés sévères T­/B­ sans déficit en adénosine désaminase de transmission autosomique récessive. Certains déficits T­/B­ restent de cause indéterminée. Parmi les déficits immunitaires combinés sévères T­/B+, le sexe de l'enfant et/ou les antécédents familiaux orienteront soit vers une forme liée au chromosome X associée à une mutation dans le gène codant la chaîne gc [14] (qui peut être recherchée par immunofluorescence sur les lymphocytes B circulants) communes aux récepteurs de l'interleukine 2, 4, 7, 9 et 15, soit vers une forme de transmission autosomique récessive. Dans ce dernier cas, le déficit immunitaire peut être lié à une mutation des gènes codant la protéine Jak3 [15], tyrosine kinase responsable de la transmission du signal intracellulaire de gc, ou à d'autres anomalies géniques non encore élucidées. La fonction de Jak3 peut être testée, in vitro, après activation des lymphocytes B par l'interleukine 2. Le syndrome de Di George dans sa forme totale, exceptionnelle, correspond à un phénotype T­/B+. Son diagnostic repose sur l'existence de signes associés (hypoparathyroïdie, cardiopathie, dysmorphie) et est confirmé par la présence d'une délétion du chromosome 22.
Enfin, le phénotype de tous les déficits immunitaires combinés sévères quelle qu'en soit l'origine génétique (à l'exception du déficit en adénosine désaminase) peut être faussé par la circulation de lymphocytes maternels. Après passage de sang maternel pendant la période périnatale et compte tenu de l'incapacité d'un rejet des cellules maternelles chez ces enfants, il peut persister, en nombre important, des lymphocytes T maternels chez les enfants atteints de déficits immunitaires combinés sévères. Seul un typage des antigènes HLA des lymphocytes en prouvera l'origine maternelle de lymphocytes circulants.
Si le phénotypage lymphocytaire ne permet pas un diagnostic clair (figure 4), l'étude des fonctions lymphocytaires T prend toute son importance. On peut ainsi identifier les déficits immunitaires liés à un défaut de réponse spécifique (tests de transformation lymphoblastiques mitogènes positifs et antigènes négatifs). Un défaut d'expression des molécules HLA de classe II [16] sera alors recherché par immunofluorescence sur les monocytes et les lymphocytes B du sang périphérique. Ce déficit immunitaire est lié à une mutation affectant un gène codant un des facteurs de transcription des molécules HLA de classe II (CIITA, RFX5 ou RFXAP) [17]. Il s'agit du seul déficit immunitaire lié à un défaut de réponse spécifique clairement élucidé.
Dans d'autres cas, l'étude des fonctions lymphocytaires permet d'identifier des déficits immunitaires liés à un défaut d'activation des lymphocytes T (tests de transformation lymphoblastiques mitogènes et antigènes négatifs). Les différentes étapes de l'activation peuvent alors être étudiées. Des anomalies de l'influx calcique [18], de la tyrosine kinase ZAP70 [19], de la sécrétion d'interleukine 2, d'un facteur de transcription commun à l'interleukine 2 et 4 ainsi qu'à l'interféron g [20] et de la chaîne a du récepteur de l'interleukine 2 ont été retrouvées dans différents déficits immunitaires de ce type.
L'association de signes cliniques peut amener, dans certains cas, à rechercher un déficit immunitaire qui leur est associé au cours de syndromes particuliers (tableau 1) (figure 6) [21]. Déficits des cellules phagocytaires Le diagnostic de neutropénie est porté sur la numération formule sanguine qui permet de différencier les neutropénies cycliques des neutropénies congénitales (syndrome de Kostman ou autre). La neutropénie cyclique est caractérisée par des fluctuations du nombre des neutrophiles sanguins entre 0 et la normale, habituellement selon un cycle de 21 jours. Les infections sévères surviennent uniquement pendant les périodes de neutropénie profonde. Des neutropénies intermittentes non cycliques existent. Une neutropénie peut se manifester au cours du syndrome de Shwachman. Une neutropénie isolée et permanente doit faire rechercher un syndrome myélodysplasique et, plus particulièrement, une monosomie du chromosome 7 sur le caryotype médullaire.
En dehors des neutropénies, le diagnostic de déficit des cellules phagocytaires nécessite une étude fonctionnelle des polynucléaires. Les fonctions de ces derniers incluent le mouvement, l'adhésion, l'endocytose et la destruction des particules ingérées.
Le mouvement et l'adhésion sont testés par l'étude du chimiotactisme spontané et en présence de substances chimio-attractives telle la formyl-méthionyl-leucyl-phénylalanine (FMLP). La génération d'ions superoxydes après mise en contact avec des particules, étape préalable à l'activité tueuse des polynucléaires, est testée de trois manières différentes : le test de réduction du nitro-bleu-tétrazolium (NBT), la chémiluminescence et la mesure directe d'anions superoxydes. Le premier est un examen simple qui teste la génération d'ions superoxydes après activation du polynucléaire responsable de la réduction du NTB. La chémiluminescence mesure l'énergie lumineuse, après amplification par le luminol, émise par les polynucléaires et qui est représentative de l'explosion oxydative générée par des activateurs solubles ou par des stimulants particulaires nécessitant une fonction de phagocytose préservée. Les examens précédents permettent de préciser l'anomalie fonctionnelle des polynucléaires et de distinguer les défauts fonctionnels liés à une anomalie de mouvement de ceux qui sont associés à un déficit d'activité tueuse. Anomalies de chimiotactisme
Ces anomalies peuvent entrer dans le cadre d'un syndrome qui associe des anomalies fonctionnelles du polynucléaire à d'autres signes cliniques et biologiques. Généralement dans ces cas, le diagnostic ne repose pas sur l'étude fonctionnelle du polynucléaire (tableau 2) (figure 7) 22].
Dans d'autres pathologies, le défaut fonctionnel du polynucléaire est au premier plan. Le diagnostic d'anomalie des intégrines leucocytaires [23], CD11a, CD11b, CD11c et CD18, évoqué devant une hyperleucocytose sanguine très importante (pouvant atteindre 100 000/mm3 et des infections cutanées sans formation de pus), repose sur l'absence en immunofluorescence de ces quatre protéines exprimées à l'état physiologique sur la membrane des polynucléaires. Ce défaut de transmission autosomique récessive est lié à une mutation du gène codant la protéine CD18 qui s'associe sur la membrane à CD11a, CD11b et CD11c pour former des hétérodimères. Anomalies de chémiluminescence et de réduction du NBT Un défaut complet du test NBT conduit au diagnostic de granulomatose septique chronique. Dans sa forme liée à l'X (57 % des cas), elle est due à une mutation du gène codant une protéine gp91 du cytochrome b558 [24]. Des anticorps monoclonaux permettent de mettre en évidence l'absence de cette protéine sur la membrane des polynucléaires. Dans sa forme autosomique récessive, elle est liée à une mutation du gène codant une des protéines cytosoliques du complexe NADPH-oxydase, p47 (33 % des cas), p67 (5 %) ou la chaîne p22 du cytochrome b (5 %) [25, 26]. L'absence d'une de ces protéines peut être mise en évidence par Western blot. L'étude de la mutation par séquençage confirmera le diagnostic. Diagnostic des déficits en complément La voie classique du complément est évaluée par le dosage du CH50. Un défaut d'un composé du C1 au C9 entraîne son effondrement. Le diagnostic sera confirmé par le dosage spécifique des divers composants. Des défauts génétiques de tous les composés ont été décrits. Le tableau lié à un déficit en un composé du complément associe, à des degrés variables selon le composé en cause, des stigmates d'auto-immunité et de déficit immunitaire. Parmi ces déficits, ceux en C3, C5, C6, C7 et C8 sont plus particulièrement responsables d'infections à répétition. Les déficits en protéines H et I, entraînant un déficit en C3 par consommation, peuvent être responsables d'infections récurrentes.
L'autre voie du complément est étudiée par le dosage de la voie alterne (alternative pathway, AP50) et, en cas d'anomalie, complétée par le dosage des différents composés. Le déficit en properdine, dont le gène est situé sur le chromosome X, a été décrit.
Après avoir porté le diagnostic de déficit immunitaire, il faudra évaluer le retentissement de celui-ci, notamment rechercher des signes d'auto-immunité, et être vigilant sur la survenue d'affections malignes, plus particulièrement de lymphomes. Ces complications sont fréquentes chez les patients atteints de déficits de l'immunité cellulaire et/ou humorale et grèvent souvent le pronostic de ces maladies. Diagnostic prénatal Différentes méthodes ont été élaborées pour permettre un diagnostic précoce. Quand l'anomalie génique est identifiée dans une famille à risque, sa recherche sur biopsie du trophoblaste reste le test le plus fiable. Cependant, la grande hétérogénéité des mutations explique la lourdeur de cette approche et le diagnostic est le plus souvent fait grâce à des marqueurs polymorphes, avec un risque d'erreur inférieur à 1 %. Dans le cas d'une maladie liée au chromosome X, il faut déterminer si la mère est vectrice de la maladie ou s'il s'agit d'une mutation de novo (30 % des cas de maladies liées à l'X). Si l'analyse des antécédents familiaux ne répond pas à cette question, une étude génétique est nécessaire (inactivation de l'X en fonction des maladies, ou recherche de mutation du gène en cause).
Si la cause génétique est inconnue, ce diagnostic peut se faire sur du sang ftal, à 20 semaines d'aménorrhée, selon les techniques décrites ci-dessus. La caractérisation du déficit immunitaire dont est atteint le premier propositus est alors de toute importance. ENCADRÉ 1
Signes cliniques orientant vers un type de déficit immunitaire * Déficit de l'immunité cellulaire
­ Premier signe clinique avant 3 mois (dans sa forme sévère). ­ Germes opportunistes et à développement intracellulaire : Pneumocystis carinii, Candida, BCG. ­ Signes associés : diarrhée et retard du développement staturo-pondéral, auto-immunité, lymphome. * Déficit de l'immunité humorale ­ Premier signe clinique après 6 mois (protection par les immunoglobulines maternelles).
Localisation : respiratoire, ORL, digestive, système nerveux central, arthrite. ­ Germes : pyogènes à développement extracellulaire. ­ Signes associés : diarrhée. * Déficit des cellules phagocytaires ­ Localisations : peau, poumons, gencives.
­ Germes : pyogènes, Candida, Aspergillus.
­ Signes associés : granulomes, chute tardive du cordon ombilical selon diagnostic. * Déficit en complément ­ Manifestations : infections récurrentes par bactéries, notamment Neisseria. ENCADRÉ 2 Démarche diagnostique générale dans un déficit immunitaire * Signes cliniques évocateurs. * Numération formule sanguine. * Dosage d'immunoglobulines sériques. * Explorations complémentaires * Déficit immunitaire cellulaire et combiné : phénotypage lymphocytaire, étude des fonctions lymphocytaires ; * Déficit immunitaire humoral pur : numération des lymphocytes B circulants, sous-classes IgG ; * Déficit des cellules phagocytaires : chimiotactisme, test NBT, chémiluminescence. * Déficit immunitaire du complément : CH 50, voie alternée. * Caractérisation du déficit immunitaire, élucidation du mécanisme en cause si possible : évaluer le retentissement, conseil génétique. REFERENCES
1. WHO scientific group. 1997. Primary immunodeficiency disease. Clin Exp Immunol 109 (suppl. 1) : 1-28. 2. Berthet F., Le Deist F., Duliege A.M., Griscelli C., Fischer A. 1994. Clinical consequences and treatment of a primary immunodeficiency syndrome characterized by functional T and B lymphocyte anomalies. Pediatrics 93 : 265-270. 3. Lawton A., Hummell D. 1995. Primary antibody deficiencies. In : Rich R., ed. Clinical immunology. Vol. 1. Houston : Mosby, 621-636. 4. De Weers M., Mensink R.G., Kraakman M.E., Schuurman R.K., Hendriks R.W. 1994. Mutation analysis of the Bruton's tyrosine kinase gene in X-linked agammaglobulinemia : identification of a mutation which affects the same codon as is altered in immunodeficient xid mice. Hum Mol Genet 3 : 161-166. 5. Meffre E., et al. 1996. A human non-XLA immunodeficiency disease characterized by blockage of B cell development at an early proB cell stage. J Clin Invest 98 : 1519-1526. 6. Spickett G.P., Farrant J., North M.E., Zhang J.G., Morgan L., Webster A.D. 1997. Common variable immunodeficiency : how many diseases ? Immunol Today 18 : 325-328. 7. Di Santo J.P., Bonnefoy J.Y., Gauchat J.F., Fischer A., de Saint Basile G. 1993. CD40 ligand mutations in X-linked immunodeficiency with hyper-IgM. Nature 361 : 541-543. 8. Burrows P.D., Cooper M.D. 1997. IgA deficiency. Adv Immunol 65 : 245-276. 9. Le Deist F., Fischer A. 1995. Primary T cell immunodeficiency. In : Rich R., ed. Clinical immunology. Vol. 1. Houston : Mosby, 637-661. 10. Buckley R.H., et al. 1997. Human severe combined immunodeficiency : genetic, phenotypic, and functional diversity in one hundred eight infants. J Pediatr 130 : 378-387. 11. Gossage D.L., Buckley R.H. 1990. Prevalence of lymphocytopenia in severe combined immunodeficiency. N Engl J Med 323 : 1422-1423. 12. Markert M.L., et al. 1987. Identification of a deletion in the adenosine desaminase gene in a child with severe combined immunodeficiency. J Immunol 138 : 3203-3206. 13. Schwarz K., et al. 1996. RAG mutations in human B cell-negative SCID. Science 274 : 97-99.
14. Leonard W.J., Noguchi M., Russell S.M., McBride O.W. 1994. The molecular basis of X-linked severe combined immunodeficiency : the role of the interleukin 2 receptor gamma chain as a common gamma chain, gamma c. Immunol Rev 138 : 61-86. 15. Macchi P., et al. 1995. Mutations of Jak-3 gene in patients with autosomal severe combined immune deficiency (SCID). Nature 377 : 65-68. 16. Lisowska G.B., Fondaneche M.C., Rols M.P., Griscelli C., Fischer A. 1994. Two complementation groups account for most cases of inherited MHC class II deficiency. Hum Mol Genet 3 : 953-958. 17. Steimle V., Otten L.A., Zufferey M., Mach B. 1993. Complementation cloning of an MHC class II transactivator mutated in hereditary MHC class II deficiency (or bare lymphocyte syndrome). Cell 75 : 135-146. 18. Le Deist F., et al. 1995. A primary T-cell immunodeficiency associated with defective transmembrane calcium influx. Blood 85 : 1053-1062. 19. Chan A.C., et al. 1994. ZAP-70 deficiency in an autosomal recessive form of severe combined immunodeficiency. Science 264 : 1599-1601. 20. Castigli E., Pahwa R., Good R.A., Geha R.S., Chatila T.A. 1993. Molecular basis of a multiple lymphokine deficiency in a patient with severe combined immunodeficiency. Proc Natl Acad Sci USA 90 : 4728-4732. 21. Nowak R. 1995. Discovery of AT gene sparks biomedical research bonanza. Science 268 : 1700-1701. 22. Barbosa M.D., et al. 1997. Identification of mutations in two major mRNA isoforms of the Chediak-Higashi syndrome gene in human and mouse. Hum Mol Genet 6 : 1091-1098. 23. Anderson D.C., Springer T.A. 1987. Leukocyte adhesion deficiency : an inherited defect in the Mac-1, LFA-1, and p150,95 glycoproteins. Annu Rev Med 38 : 175-194. 24. Dinauer M.C., Orkin S.H. 1988. Molecular genetics of chronic granulomatous disease. Immunodefic Rev 1 : 55-69. 25. Roos D., et al. 1996. Mutations in the X-linked and autosomal recessive forms of chronic granulomatous disease. Blood 87 : 1663-1681. 26. Segal A.W. 1996. The NADPH oxidase and chronic granulomatous disease. Mol Med Today 2 : 129-135. About us - Contact us - Conditions of use - Secure payment
Latest news - Conferences
Copyright © 2007 John Libbey Eurotext - All rights reserved
[ Legal information - Powered by Dolomède ]